معلومة

أين تذهب بروتينات الغشاء المفقودة بعد خروج الخلايا؟

أين تذهب بروتينات الغشاء المفقودة بعد خروج الخلايا؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

الحويصلات الخارجة للخلايا تأخذ البروتينات الغشائية و glycocalyx على سطح غشاء البلازما للخلية. عندما يتم إطلاق هذه الحويصلات في السائل الخلالي وفي أي مكان آخر ، أين تذهب؟

هل يلتصقون بالحويصلة في كل مكان؟ أم يتم إزالتها من الحويصلة؟ إذا اندمجت الحويصلة في خلية أخرى ، فهل تلتصق هذه البروتينات وملحقات الكربوهيدرات بالخلية الجديدة؟


في عملية الإفراز الخلوي ، يتم نقل المواد التي توشك على الإطلاق في حويصلات صغيرة إلى غشاء البلازما. يندمج غشاء البلازما مع هذه الحويصلات وهذا يجعل المواد خالية من خارج الخلية. انظر الشكل (من هنا):

الاحتمال الآخر لحويصلات النقل هو وصولها إلى الخلية المستهدفة وإما أن تندمج مع الغشاء وتطلق المادة المنقولة إلى الخلية أو يتم تناولها في حويصلة أخرى يتم توجيهها بعد ذلك نحو الإندوسوم / الليزوزوم. انظر الشكل (من هنا):

لا يهم الطريقة التي يتم اختيارها ، يتم إعادة تدوير غشاء الحويصلة إما عن طريق الاندماج في غشاء آخر من خلال المرور عبر الجسيم الحال.


بيولوجيا الخلية 04: المسار الإفرازي

المسار الإفرازي يشير إلى الشبكة الإندوبلازمية وجهاز جولجي والحويصلات التي تنتقل بينها بالإضافة إلى غشاء الخلية والجسيمات الحالة. سميت & # 8217s & # 8216secretory & # 8217 لكونها المسار الذي تفرز به الخلية البروتينات في البيئة خارج الخلية. ولكن كالعادة ، فإن أصل الكلمة لا يروي سوى جزء بسيط من القصة. يعالج هذا المسار أيضًا البروتينات التي ستكون مرتبطة بالغشاء (سواء في الغشاء الخلوي أو في ER أو أغشية جولجي نفسها) ، بالإضافة إلى الإنزيمات الليزوزومية وأي بروتينات ستعيش حياتها في المسار الإفرازي نفسه. كما أنه يقوم ببعض الأشياء بخلاف بروتينات العملية.

يعد العصارة الخلوية و & # 8216lumen & # 8217 (السائل الذي يملأ المسار الإفرازي) بيئات كيميائية مختلفة ، وعادة لا تختلطان أبدًا. يكون العصارة الخلوية مختزلة (عندما تكون & # 8217 في العصارة الخلوية ، تستمر في مقابلة الجزيئات التي تريد تزويدك بالإلكترونات) ، وتكون بيئة ER و Golgi و خارج الخلية مؤكسدة (تستمر الجزيئات في الصعود إليك لطلب الإلكترونات). انظر الأكسدة والاختزال إذا كان لا يزال مرتبكًا. وهذا يؤدي إلى ظروف مختلفة لطي البروتين: على سبيل المثال ، عادة ما تتشكل روابط ثاني كبريتيد فقط في الظروف المؤكسدة. علاوة على ذلك ، قد تعيش البروتينات المختلفة فقط في المسار الإفرازي أو في العصارة الخلوية فقط. يوفر المسار الإفرازي طريقًا للخلية للتعامل مع الأشياء التي قد لا يكون من الجيد وجودها في السيتوبلازم ، و / أو تكون أكثر فائدة عندما تظل مركزة في حجرة متخصصة مع شركائها المتفاعلين المطلوبين. تقوم خلايا الكبد (في الكبد) بحبس الأدوية والسموم في غرفة الطوارئ الملساء وتفكيكها لإخراجها من الجسم هناك. المسار الإفرازي ليس متجاورًا ، لكن كل حركة بين مكوناته تكون في عوالم مصغرة صغيرة منبثقة من عالمها الكيميائي ، تسمى الحويصلات.

العديد من البروتينات التي تمر عبر المسار الإفرازي لا تلمس العصارة الخلوية مطلقًا & # 8211 باستثناء أجزاء بروتينات الغشاء التي تلتصق بالجانب العصاري الخلوي. يحتاج الكثير منهم إلى مرافقين للمساعدة في الطي ، و / أو سلسلة كاملة من التعديلات اللاحقة للترجمة من أجل أن يكونوا مستعدين لوظيفتهم الأصلية ، والمسار الإفرازي متخصص في توفير كل ذلك لهم.

ستركز محاضرة اليوم # 8217s على كيفية ترجمة البروتينات إلى ER وكيف تنتقل (في حويصلات) بين ER و Golgi ووجهات أخرى. تم تصوير هذا بشكل جميل في فيديو حياة الخلية:

ال الشبكة الأندوبلازمية هي الخطوة الأولى في المسار الإفرازي. غشاءه مستمر مع الغشاء النووي الخارجي ، على الرغم من أنه ليس من الواضح سبب أهمية ذلك ، لأنه لا يشبه البروتينات التي تبدأ حياتها في النواة. بدلاً من ذلك ، تنجرف mRNAs في السيتوبلازم حتى يلتقطها الريبوسوم المهتم بترجمتها. في & # 8216posttranslational translocation & # 8217 ، تم نقل البروتين الجديد إلى ER بعد ترجمته & # 8217s. في الظاهرة الأكثر إثارة للاهتمام والتي تسمى & # 8216cotranslational translocation & # 8217 ، يبدأ الريبوسوم في الترجمة تمامًا مثل أي بروتين آخر ، ولكن في مكان ما في أول 16 إلى 30 من الأحماض الأمينية ، فإنه يصطدم بببتيد الإشارة (المعروف أيضًا باسم تسلسل الإشارة). غالبًا ما تكون هذه الإشارة & # 8217s عبارة عن حمض أميني واحد موجب الشحنة متبوعًا بـ6-12 من الأحماض الأمينية الكارهة للماء. يتم التعرف على هذا الحافز من خلال جسيم التعرف على الإشارة (SRP ، a & # 8216 بروتين نووي نووي # 8217 أو جزيء RNA / بروتين هجين) الذي يرتبط به ويمنع الريبوسوم من استمرار الترجمة. تتوقف الترجمة حتى يواجه مجمع الريبوسوم / SRP مستقبل SRP على غشاء ER. عندما يلتقيان ، يربط كل من SRP ومستقبلاته جزيء GTP واحدًا في غشاء ER ، مما يقوي تفاعلهما على ما يبدو. لحسن الحظ ، يحدث كل هذا بجوار Sec61 translocon & # 8211 وهو مركب بروتيني يشكل قناة تعبر غشاء ER. إن الترانكون في الواقع عبارة عن مركب من ثلاثة بروتينات مختلفة (الجينات: SEC61A1 أو SEC61A2 ، SEC61B ، SEC61G) ، منها الوحدة الفرعية Sec61a تحتوي على 10 حلزونات a تغطي الغشاء والتي تشكل القناة. بمجرد أن يرسو الريبوسوم في الغشاء ، فإنه يواصل الترجمة ، ويدفع ببتيد الإشارة وفي النهاية البروتين بأكمله عبر القناة إلى تجويف ER. عندما تتوقف الترجمة ، يقوم كل من مستقبلات SRP و SRP بتحليل GTP الخاص بهما لإطلاق سراح بعضهما البعض وحمولة الريبوسوم (وهذا يتطلب طاقة GTP ، نظرًا لأن الارتباط الأصلي كان هبوطًا) ، فإن ببتيداز الإشارة يشق ببتيد الإشارة بعيدًا عن البروتين الناشئ ، والبروتين مجاني لبدء الطي في ER.

يشارك لاعبان آخران في بعض بروتينات ER. يعتبر ترانسفيراز قليل السكاريد ، الذي يضيف مجموعات الجليكوزيل إلى الأسباراجين الموجود في البروتين الناشئ ، جزءًا من مركب ترانسبلوكون وهو في الواقع يؤدي عملية الارتباط بالجليكوزيل في حين لا يزال البروتين الجديد قيد الترجمة. لذلك على الرغم من أننا نسمي الارتباط بالجليكوزيل a & # 8216 تعديل ما بعد الترجمة & # 8217 ، فإنه يتم إجراؤه بالفعل أثناء الترجمة في هذه الحالة. أيضًا ، لتحقيق هيكلها الصحيح ، يجب ترجمة بعض البروتينات بالكامل قبل السماح لها بالبدء في الطي & # 8211 إذا تم السماح لجزء N-terminal بالطي بمجرد دخوله في اللومن ، فسوف ينتهي به الأمر مع الهيكل العام الخاطئ. لمنع هذا ، أحيانًا يقوم BiP بربط البروتين لإبقائه مكشوفًا لفترة من الوقت. تخيل BiP باعتباره Pac-Man آخر يعض على البروتين لإبقائه خطيًا ، مثل Hsc70 في عملية استهداف الميتوكوندريا (انظر الأسبوع الماضي).

تعرض أول دقيقتين السيناريو الأساسي الموضح أعلاه. ثم ينتقل إلى سيناريو أكثر تعقيدًا أقوم بتقديمه في دقيقة واحدة. لمعلوماتك ، يصور الفيديو شيئين & # 8216 مثير للجدل & # 8217 أشياء غير مدرجة في الوصف أعلاه: (1) تدهور ببتيد الإشارة في الغشاء ، و (2) a & # 8216 توصيل البروتين & # 8217 الذي يوقف القناة قبل / بعد ترجمة. لم يتفق جميع العلماء على هذين الأمرين بعد.

جميع البروتينات التي نعرفها تمر عبر المسار الإفرازي تم تحديدها هناك من قبل أشخاص يقومون بتجارب توطين لمعرفة مكان وجود البروتين في الخلية. هناك حقيقة غريبة حول ER هي أنه يمكنك وضع الخلية في خلاط وبعد ذلك ستبدأ ER فقط في إعادة الاتصال بنفسها ، وتشكيل القليل من & # 8216microsomes & # 8217 التي لا ترتبط بالنواة ولكنها تشكل فقاعات متجاورة من ER. يمكنك بعد ذلك البدء في ممارسة الألعاب باستخدام البروتياز & # 8211 الذي يكسر البروتينات & # 8211 والمنظفات & # 8211 التي تذيب غشاء ER. بافتراض ترجمة البروتين الذي تريده ، يمكنك التحقق مما إذا كان (1) ينجو من العلاج بالبروتياز ولكن (2) لا & # 8217t البقاء على قيد الحياة بالبروتياز + علاج المنظفات ، ثم هو بروتين مسار إفرازي. المنطق هو أنه في حالة (1) كان محميًا داخل ER ، ولكن في حالة (2) قمت بحل ER ، لذلك تم أكله بواسطة البروتيز. كل هذا يفترض أن لديك جسمًا مضادًا أو طريقة أخرى لاكتشاف ما إذا كان البروتين المطلوب موجودًا بعد هذه العلاجات.

استخدم الناس أيضًا مثل هذه التقنيات لمعرفة أنه لا يمكن ترجمة سوى 70 نوعًا من الأحماض الأمينية من بروتين جديد قبل فوات الأوان لأن ينتهي هذا البروتين في ER. تذكر أن ببتيد الإشارة موجود في أول 16-30 حمضًا أمينيًا ، ويعتمد الانتقال إلى ER على وجود SRP. تترجم الريبوسومات بمعدل يمكن التنبؤ به ، لذلك بدأ الناس في ترجمة بعض الرنا المرسال ثم انتظروا فترات زمنية محددة قبل إضافة SRP ، لمعرفة مقدار الترجمة التي يمكن أن تحدث قبل أن يتعذر على SRP أداء وظيفته.

مستقبل SRP وبروتينات Sec61 هي بروتينات غشاء ER & # 8211 وهناك العديد من غشاء ER الأخرى ، وغشاء Golgi وبروتينات غشاء الليزوزوم أيضًا. في الواقع ، حتى بروتينات الغشاء (انظر الفئة 02) لغشاء الخلية تتم معالجتها في المسار الإفرازي. يحتوي العديد منها على عدة أو عشرات من مجالات الغشاء (20-25 من الأحماض الأمينية الكارهة للماء) التي يجب إدخالها بالترتيب والاتجاه الصحيحين (على سبيل المثال ، تريد حقًا توجيه قنواتك الأيونية وناقلاتك في الاتجاه الصحيح ، في مقابل . خارج الخلية). وفقًا لذلك ، هناك مجموعة من الآليات البيولوجية الفاخرة لإدخال هذه البروتينات في الغشاء بشكل صحيح. هذا ما يصوره النصف الأخير من الفيديو أعلاه.

إذن هنا & # 8217s حشو: بعض البروتينات لها تسلسل طوبوجيني يحدد اتجاهها في الغشاء. يتكون هذا التسلسل من نوعين من تسلسل الإشارة:

  • أ تسلسل وقف التحويل (اختصار STA لسبب ما) عبارة عن تسلسل 22-25 من الأحماض الأمينية الكارهة للماء في مكان ما في منتصف البروتين الذي يشكل حلزون ألفا. عند مواجهته يتم دفعه إلى الغشاء ، ثم تستمر ترجمة بقية البروتين في العصارة الخلوية. لذا فإن هذا النوع من & # 8216undoes & # 8217 هو الانتقال إلى ER الذي بدأ بببتيد الإشارة في بداية (N terminus) من البروتين.
  • أ تسلسل مرساة الإشارة (اختصار SA) هو أيضًا حلزون ألفا طارد للماء 22-25aa ، ولكن مع سلسلة من

باستخدام هاتين الإشارتين ككتل بناء ، يمكنك تخيل بروتين به سلسلة من إيقاف النقل وتسلسل مرساة الإشارة لإنشاء سلسلة كاملة من نطاقات الغشاء ذهابًا وإيابًا مخيطة في الغشاء كما لو كانت بواسطة ماكينة خياطة. صنف الناس بروتينات الغشاء إلى خمس فئات:

  1. النوع الأول يحتوي فقط على إشارة ببتيد ثم توقف واحد في المنتصف. لذلك ينتهي به الأمر مع نهايته (المحبة للماء) N في اللومن ، ووسطه (الكارهة للماء) في الغشاء ونهايته (المحبة للماء) C في العصارة الخلوية.
  2. النوع الثاني لا يبدأ بببتيد الإشارة. يبدأ مثل أي بروتين آخر ، ولكن في المنتصف يحتوي على تسلسل مرساة للإشارة حيث تأتي الأحماض الأمينية +++ أولاً وسلسلة كارهة للماء بعد ذلك. هذا يجعل البروتين يتم نقله في منتصف الطريق من خلال الترجمة ، مع الجزء الطرفي N المترجم بالفعل في العصارة الخلوية (نظرًا لأن +++ يجب أن تبقى عصاريًا خلويًا) والجزء الطرفي C الذي بدأ الآن بترجمته الحصول على ترجمة مباشرة إلى ER. لذلك ينتهي به الأمر عبر الغشاء مع نهايته C في المحطة ER و N في العصارة الخلوية & # 8211 عكس النوع الأول.
  3. النوع الثالث يشبه النوع الثاني و # 8211 لا يوجد ببتيد إشارة ، مجرد مرساة إشارة في المنتصف ، ولكن في هذه الحالة تأتي +++ بعد التسلسل الكارهة للماء ، مما يعكس الاتجاه. لذلك ينتهي هذا مع نهايته N في ER ونهايته C في العصارة الخلوية. على عكس النوع الثاني ، وفي النهاية ، نفس النوع الأول ، على الرغم من أنه وصل إلى هناك بطريقة مختلفة & # 8211 ، فإنه لا يحتوي على إشارة ببتيد ينقسم في ER.
  4. تحتوي بروتينات النوع الرابع أو & # 8217multipass & # 8217 على سلسلة متناوبة من تسلسلات الإشارات وتسلسل إيقاف النقل. من الواضح أن هذه أكثر من & # 8216type & # 8217 ، لكنها ليست متنوعة تقريبًا كما قد يسمح خيالك التوافقي. يحدد اتجاه تسلسل الإشارة الأول ما إذا كانت المحطة N ستنتهي في العصارة الخلوية أو ER ، ويحدد العدد الإجمالي لإيقاف النقل + تسلسل مرساة الإشارة المكان الذي ستنتهي فيه المحطة C: رقم زوجي = نفس جانب الطرف N ، عدد فردي = الضلع المقابل كنهاية N. يجب أن تتناوب متواليات STA و SA بشكل صارم ، باستثناء أنه يمكنك البدء بتسلسلَي ربط إشارة إذا كان الأول موجهًا مع الطرف N في العصارة الخلوية. لمجرد الاستهزاء بمخطط التصنيف هذا ، حدد الأشخاص بعض الأنواع الفرعية غير المحددة بشكل كامل من النوع الرابع ، حيث يكون النوع IVa هو N-terminal في العصارة الخلوية (وبالتالي يبدأ مثل بروتين من النوع II) والنوع IVb هو N-terminal في لومن (يبدأ مثل بروتين من النوع الثالث ولكن بعد ذلك يحتوي على تسلسل SA آخر يعيده إلى ER). GLUT1 من الفئة 02 هو نوع IVa. تبدأ البروتينات الموصولة ، وهي النوع الخامس ولكنها ليست تسمى النوع الخامس ، بببتيد إشارة وتنتهي بطرف سي كاره للماء والذي يبقى مطمورًا في الغشاء. يتم قطع هذه النهاية الكارهة للماء واستبدالها بـ GPI ، والتي تظل أيضًا مضمنة في الغشاء. PRP هي واحدة من هذه & # 8211 أكثر على ذلك لاحقًا.

لقد ناقشنا الآن كيف يمكن للبروتينات أن تنتهي في تجويف ER أو تمتد عبر غشاء ER. تغادر معظم البروتينات ER في غضون دقائق ، وتنتقل في حويصلات مرتبطة بجولجي ثم لاحقًا للإفراز أو الجسيمات الحالة أو غشاء الخلية. يُطلق على هذا الاتجاه الأمامي للسير تدريجيًا بالعودة للخلف من Golgi إلى ER وهو النقل الرجعي.

يتم كلا النوعين من النقل في حويصلات مرتبطة بالغشاء. تنطلق هذه البراعم من الغشاء من أي مكان تأتي منه ، ثم تلتحم لاحقًا بالغشاء في أي مكان تتجه إليه & # 8217re & # 8211 تم تصويرها بشكل جميل في

2:25 في فيديو "حياة الخلية" أعلاه. الجسم الذي تتشكل منه الحويصلات هو & # 8216 حجرة المتبرع & # 8217 ، والوجهة التي يندمجون بها لاحقًا هي & # 8216 حجرة المستقبل & # 8217.

تتطلب عملية التبرعم أن تقوم بروتينات G الموجودة في الغشاء بتجنيد بروتينات كوت. على وجه التحديد ، بالنسبة للنقل المتقدم ، يقوم بروتين G Sar1 (الجين: SAR1A) بتجنيد COPII (& # 8216cop two & # 8217) للنقل إلى الوراء ، يقوم بروتين ARF G بتجنيد COPI (يُنطق & # 8216cop one & # 8217). يتم تنشيط بروتينات G هذه للقيام بهذه المهمة عندما يقوم GEF بتحميلها بـ GTP ، مبادلة الناتج المحلي الإجمالي.

إذن ، الخطوات في النقل المتقدم ، على سبيل المثال ، هي كما يلي:

  1. يقوم Sec12-GEF (Sec12-GEF) بتحميل Sar1 مع GTP. عندما يكون Sar1 مرتبطًا بالناتج المحلي الإجمالي ، يطفو فقط حول حجرة المتبرع ، ولكن عندما يرتبط بـ GTP ، فإنه يخضع لتغير توافقي يؤدي إلى بروز ذيله الكاره للماء المدفون بطريقة أخرى ، مما يجعله يلتصق بالغشاء ، حيث تبدأ بروتينات COPII بعد ذلك تتراكم لأنهم يحبون ذلك الذيل حقًا.
  2. تبدأ COPIIs في البلمرة ، وبسبب تشكيلها ، لديها تفضيل جوهري للانحناء ، لذلك يبدأ تراكمها في جعل التبرعم يحدث. في الوقت نفسه ، البروتينات المرتبطة بالغشاء التي يجب نقلها & # 8211 يتم تحديدها بواسطة تسلسل الأحماض الأمينية DXE (أي الأسبارتات - أي شيء - الغلوتامات) الذي يشكل موقع ارتباط في الجزء العصاري الخلوي الخاص بهم & # 8211 يتم تجنيدهم إلى الحويصلة المشكلة حديثًا . تعمل البروتينات المرتبطة بالغشاء كمستقبلات ، حيث تقوم بتجنيد البروتينات اللومينية المرتبطة بجولجي لتتسكع في الفضاء المقعر حيث ينتهي بها الأمر في الحويصلة بمجرد تشكلها.
  3. بمجرد وصول ما يكفي من COPII ، تنطفئ الحويصلة ، وعند هذه النقطة يقوم Sar1 بتحلل GTP ، مما يوفر الطاقة له لامتصاص ذيله الكاره للماء مرة أخرى ، مما يؤدي إلى قطع COPIIs. الحويصلة الآن مفصولة عن الحيز المانح.
  4. الآن ، لأسباب سيئة التفسير (أو غير مفهومة؟) ، يتفكك طبقة COPIIs فقط ، ويكشف المستقبلات تحت الغلاف الذي يوجه استهداف الحويصلة. بمجرد وصول الحويصلة إلى وجهتها ، يتفاعل Rab-GTP المدمج في غشاء الحويصلة مع مستجيب Rab مضمن في غشاء حجرة المستقبل. يتم تبادل النظرة الجانبية ، ويتم تأجيج الاهتمام. سرعان ما تلتحم الحويصلة بالغشاء. تتفاعل البروتينات الموجودة على كل من الحويصلة والغشاء t arget (V-SNARE و T-SNARE على التوالي) لتقريب الأغشية بشكل أكبر. في هذا المثال & # 8217 ، نعتبر VAMP (جينات VAMP_) مثل V-SNARE و Syntaxin (جينات STX__) و SNAP25 (جين SNAP25) باعتبارها T-SNAREs. Syntaxin و SNAP25 كلاهما بروتين غشائي يحتوي Syntaxin على 1 alpha helix و SNAP25 به 2 ، كل ذلك على الجانب العصاري الخلوي. تقود حلزونات ألفا التفاعل مع VAMP. الجوانب المتعارضة & # 8217 alpha helices لها تقارب قوي للغاية لبعضها البعض ، مما يجعل الأغشية قريبة بما يكفي للانصهار. بمجرد حدوث ذلك ، يتطلب فصل V-SNAREs و T-SNAREs عن بعضهما مرة أخرى بروتينين: NSF (الجين: NSF يرمز إلى العامل الحساس لـ NEM) و alpha-SNAP (الجين: NAPA) ، وهو بروتين مرفق قابل للذوبان في NSF. NSF هو ATPase ، ويحرق ATP لدفع التفكيك الشاق للمجمع بقوة.

الآن للنقل إلى الوراء. لماذا يوجد نقل رجعي على الإطلاق؟ فيما يلي قائمة غير شاملة لبعض الأسباب:

  • تبدأ بعض بروتينات الغشاء حياتها في ER ، وتحتاج إلى تعديل في Golgi ، ولكن بعد ذلك تحتاج إلى العودة إلى ER. يفعلون ذلك بتسلسل الأحماض الأمينية KKXX.
  • هناك & # 8217s أيضًا تسلسل الأحماض الأمينية KDEL عند الطرف C لبعض البروتينات اللمعية التي يتم افتراضها لإبقائها في ER ، لكنها & # 8217s ليست مثالية & # 8211 في بعض الأحيان ينتهي بهم الأمر في Golgi ، وفي هذه الحالة هم & # 8217re يستهدف العودة إلى ER عبر النقل الرجعي الذي يعتمد على تسلسل KDEL هذا للتعرف عليه. الآلية أنيقة نوعًا ما & # 8211 البروتينات التي تتعرف على KDEL وترتبط به ، تفعل ذلك فقط عند درجة حموضة منخفضة ، ودرجة حموضة Golgi أقل من ER ، لذا فهي تربط KDEL في Golgi ، ثم تطلقها عندما & # 8217re مرة أخرى في درجة الحموضة الأكثر حيادية في ER.
  • أيضًا ، فكر في الأمر ، يجب على جميع البروتينات التي تشارك في النقل المتقدم & # 8211 و V-SNARES ، و Rab ، وما إلى ذلك & # 8211 العودة إلى ER حتى يتمكنوا من القيام بذلك مرة أخرى ، كما فعلت الحافلة للعودة إلى محطة الحافلات في نهاية اليوم.
  • كما سنرى قريباً ، تأتي Golgi في مراحل متعددة تعتمد على إضافة الإنزيمات من المصب.

لا تختلف عملية النقل إلى الوراء كثيرًا عن عملية النقل السابقة. يستخدم ARF بدلاً من Sar1 ، COPI بدلاً من COPII ، لكنه يعمل بالطريقة نفسها: يتيح ARF المحمل بـ GTP أن يلتصق ذيله الكارهة للماء في الغشاء ، مما يجذب انتباه COPIs. يحتوي COPI على مكونين ، COPIalpha و COPIbeta ، وكلاهما يتفاعل مع تسلسل KKXXX لتجنيد بروتينات مرتبطة بالغشاء مخصصة للنقل إلى الوراء. تحتوي بعض البروتينات أيضًا على تسلسل RR (في أي مكان في البروتين) والذي يمكن أن يحددها لنقلها إلى الوراء.

جهاز جولجي غير متجاور. إنها مجموعة مكدسة من الأجزاء الفرعية المنفصلة تسمى الأكياس أو الخزانات. المقصورات المختلفة لها خصائص مختلفة والبروتينات تزورها بترتيب معين. بالترتيب من ER إلى غشاء الخلية ، تسمى مقصورات Golgi شبكة رابطة الدول المستقلة ، وشبكة الإنسي ، وعبر وشبكة جولجي. تحتوي كل حجرة على إنزيمات مختلفة تعدل البروتينات ، ويجب أن تحدث التعديلات بترتيب معين ، ومن هنا تأتي الحاجة إلى مجموعة مكدسة من المقصورات.

ولكن عندما تنضج البروتينات في جولجي ، فإنها لا تبدو كما لو أنها تتبرعم في حويصلات من جزء واحد وتنتقل إلى الأخرى. بدلا من ذلك ، المقصورة هم موجودة مسبقا يتحرك إلى الخارج و & # 8216matures & # 8217 حيث تتم إضافة إنزيمات جديدة إليه (من أسفل سلسلة Golgi) عبر النقل الرجعي. الحق غريب؟ يشبه الأمر نوعًا ما إذا كنت ، بدلاً من الانتقال من مدرسة ابتدائية إلى مدرسة متوسطة إلى مدرسة ثانوية ، قد مكثت للتو في مبنى مدرسة واحد طوال طفولتك ومراهقتك ، وقد أحضروا كتبًا مدرسية ومعلمين جددًا كل عام للاحتفاظ بها تتناسب مع الدرجة التي وصلت إليها أنت وزملائك في الفصل الآن. إليك & # 8217s كيف تبدو لعبة Golgi وهي تتحرك وتتطور:

لذلك هناك & # 8217s (القليل أو) لا يوجد نقل أمامي داخل Golgi ، ولكن هناك الكثير من النقل الرجعي لجلب كل جولة جديدة من الإنزيمات. عندما تكمل البروتينات أخيرًا منهج K-12 الكامل لشبكة Golgi ، فإنها تخضع للنقل إلى الانتقال إلى مصيرهم النهائي. يبرعمون في حويصلة تنتقل إلى واحد من ثلاثة أماكن:

    & # 8211 الاندماج مع غشاء الخلية. وبالتالي سيتم إفراز البروتينات اللمعية خارج الخلية ، وستصبح بروتينات الغشاء بروتينات غشاء الخلية. & # 8211 هذه مجرد حويصلات في الخلية حتى الحاجة & # 8211 حيث & # 8216 بحاجة & # 8217 يعني أنها تخضع في نهاية المطاف طرد الخلايا. في الخلايا العصبية ، هذا هو المكان الذي يتم فيه تخزين النواقل العصبية حتى يتطلب جهد الفعل إفرازها في المشبك. في المعدة ، تحافظ الخلايا التي تنتج إنزيمات المعدة على هذه الإنزيمات في حويصلات إفرازية حتى يؤدي تناول الطعام إلى إطلاقها في المعدة. - حيث تتحلل البروتينات المشوهة.

يختلف النقل من شبكة Trans-Golgi إلى هذه الوجهات عن وسائل النقل الأخرى التي تمت مناقشتها أعلاه وغالبًا ما تتضمن clathrin (CLT__ genes). الحويصلات المتبرعمة لها طبقة من طبقتين ، مع مجمعات dapter p rotein (AP) كطبقة داخلية و clathrin كطبقة خارجية. تحتوي بروتينات المحول على إشارة مستهدفة مع شكل YXXh (ح = Φ = أي حمض أميني كاره للماء). يشكل Clathrin ما يسمى بتكوين & # 8216clathrin-triskelion & # 8217 الموضح هنا:


(صورة بفضل مستخدم ويكيميديا ​​كومنز Phoebus87)

Clathrin مسؤول أيضًا عن الالتقام الخلوي & # 8211 من ظهور حويصلات من الأشياء خارج الخلية (وبروتينات غشاء الخلية) في المستقبل إلى الخلية. وهذا ما يسمى الالتقام الخلوي بوساطة الكلاذرين. تتأصل المستقبلات في غشاء الخلية بشكل متكرر للغاية: يتحول مجموع مجموعة مستقبلات الهرمون كل ساعة تقريبًا ، خاصةً عند تلقي الهرمونات. يعتبر أخذ المستقبل في الحويصلة إحدى الطرق التي تقطع بها الخلية الإشارة الواردة حتى تتم معالجتها.
تناقش ملاحظات غشاء البلازما التليف الكيسي باختصار: CFTR هو ناقل ABC مسؤول عن ضخ Cl - خارج الخلية (كما أنه يتيح دخول Na +). لا تقوم طفرات فقدان الوظيفة بمضخة Cl - التي تزيل القوة الدافعة للتناضح ، وتثخن المخاط وتسبب مشاكل في التنفس. هناك ما لا يقل عن 127 طفرة CFTR مختلفة لفقدان الوظيفة (على الأقل ، هذا & # 8217s كم عدد اختبارات Natera) التي (إذا تم تعطيل كلا الأليلين) تسبب التليف الكيسي. الطفرة الأكثر شيوعًا هي ΔF508 ، وهي

3٪ من الأليلات الأوروبية CFTR وحوالي 70٪ من الأليلات الطافرة. يؤدي فقدان ذلك الفينيل ألانين إلى تغيير شكل CFTR & # 8217s بحيث لا يتم الكشف عن كود الخروج ثنائي الحمضية (الأحماض الأمينية D565 و D567) الذي يستهدف CFTR للحويصلات الخارجة للخلايا بشكل صحيح ولا يصل البروتين أبدًا إلى غشاء الخلية [Wang 2004 ].

قسم النقاش

قرأنا في القسم Hu 2009 ، الذي أظهر أن بروتينات الأتلاستين تشارك في إنشاء شبكة ER الأنبوبية. جاء الدليل بالكامل تقريبًا من تفاعلات البروتين والبروتين. لقد فوجئت أن هذه الورقة كانت صفقة كبيرة ، لأنه كان هناك مليون ورقة توضح تفاعلات البروتين والبروتين في هنتنغتين ، ولم يصدقها أحد حقًا ولم تقربنا بالضرورة من معرفة ما يفعله هنتنغتين أو ماذا يحدث خطأ في مرض هنتنغتون & # 8217s. ولكن من الواضح أن Hu كان قادرًا على تقديم حالة نظيفة جدًا لتفاعلات atlastins & # 8217 مع الشبكات الشبكية على أنها تعني دورًا في تشكيل ER. من المفيد أن Hu كان قادرًا على إظهار & # 8216 تفاعل جيني & # 8217 بالإضافة إلى تفاعل مادي (ملزم). A & # 8216 التفاعل الجيني & # 8217 (كان عليّ البحث عنه) يعني متى & # 8220 أحيانًا تنتج الطفرات في جينين نمطًا ظاهريًا مفاجئًا في ضوء كل طفرة & # 8217 تأثيرات فردية. يمكن لهذه الظاهرة ، التي تحدد التفاعل الجيني ، أن تكشف عن العلاقات الوظيفية بين الجينات والمسارات. & # 8221 [Mani 2007].

هذا هو عقد من الزمان ، لذلك قد تكون بعض الأشياء قديمة ، لكنني وجدت أن مراجعة Harris 2003 (قدم) & # 8217s لبيولوجيا خلية PrP واضحة ومفيدة للغاية. كان Kim & amp Hegde 2002 مفيدًا أيضًا. PRP هو بروتين مسار إفرازي. أول 22 من الأحماض الأمينية (MANLGCWMLVLFVATWSDLGLC) عبارة عن ببتيد إشارة يتسبب في انتقال الترجمة إلى ER. عادةً ، يرتبط PrP فقط بـ GPI عند الطرف C الخاص به ويتم تثبيته على الجانب الخارجي من الغشاء. لكن الأحماض الأمينية 111-134 (HMAGAAAAGAVVGLGGYMLGSAM) هي نوع من تسلسل الإشارة الضعيفة (النوع الثاني ، مع +++ الأحماض الأمينية التي تأتي قبل مرساة الإشارة) أحيانًا ولكن ليس دائمًا يصبح مجالًا عبر الغشاء ، مما يؤدي إلى قلب الطرف C في التجويف. والأمر الأكثر إرباكًا هو أن هذا التسلسل يمكن أن ينتهي به الأمر في بعض الأحيان كمجال عبر الغشاء بدون الانعكاس ، بحيث تكون المحطة N في اللومن. لذلك هناك ثلاثة طوبولوجيا غشائية لـ PrP: مثبتات GPI قديمة منتظمة ، واتجاهين عبر الغشاء ، كما هو موضح في Harris 2003 الشكل 3:

لاحظ مدى غرابة Ctm PrP. إنه غشاء ناقل حركة & # 8217s ولكنه أيضًا مرتبط بـ GPI ، ولا يتم قطع ببتيد إشارة N-terminal أبدًا. عادةً ما تكون أشكال الغشاء & lt 10٪ من إجمالي PRP. في بعض الظروف المختبرية ، تكون النسبة أعلى ، كما أن طفرات من الطفرات المسببة لـ GSS (A117V و P105L) تزيد أيضًا جزء Ctm PrP إلى 20-30 ٪ من كل PrP. من بين هذه الأشكال الثلاثة ، هناك قدر كبير من الأدلة على أن Ctm PrP سام ، وأنه قد يلعب دورًا في تكوين البريون ، على الرغم من أن معظم طفرات مرض البريون الجيني (بما في ذلك FFI D178N) لا يبدو أنها تؤثر على طوبولوجيا غشاء PrP أو جزء Ctm PrP.

بعد مرور PRP عبر Golgi ، يتم استهدافه لغشاء الخلية. ولكن وفقًا لهاريس ، لا يجلس هناك & # 8217t فقط & # 8211 في كثير من الأحيان من خلال الالتقام الخلوي بوساطة الكلاذرين ويدور عبر الخلية كل

60 دقيقة ، مع شق بعض الجزيئات في كل دورة. النحاس يحفز الالتقام الخلوي لـ PRP. تغير معظم طفرات مرض البريون الجيني توطين PrP & # 8211 عادةً عند وجود طفرة ، يوجد أقل من PRP على سطح الخلية ، مع تراكم المزيد في ER.

حول إريك فالاب مينيكيل

Eric Vallabh Minikel في مهمة مستمرة مدى الحياة للوقاية من مرض البريون. وهو عالم في معهد برود في معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا وجامعة هارفارد.


مراجعة المادة

  • المختبر الرئيسي لبيولوجيا الطحالب ، معهد علم الأحياء المائية ، الأكاديمية الصينية للعلوم ، ووهان ، الصين

الأهداب والسوط هي عضيات محفوظة بشكل كبير في الخلايا حقيقية النواة التي تحرك حركة الخلية وتعمل كهوائيات خلوية تستقبل الإشارات وتنقلها. بالإضافة إلى استقبال وتحويل الإشارات الخارجية التي تنشط شلالات الإشارة ، تفرز الأهداب أيضًا ectosomes الهدبية التي ترسل إشارات إلى الخلايا المتلقية ، وبالتالي تتوسط الخلية & # x2013 الخلية. تؤدي الوظيفة الهدبية غير الطبيعية إلى اعتلالات الهدبية المختلفة ، كما أن النقل الدقيق وتوطين بروتينات الغشاء الهدبي ضروريان لوظيفة الهدب. تلخص هذه المراجعة المعرفة الحالية حول عمليات نقل بروتينات الغشاء الهدبي بعد تركيبها في الشبكة الإندوبلازمية: التعديل والفرز في جهاز جولجي ، والنقل عبر الحويصلات إلى القاعدة الهدبية ، والدخول إلى الأهداب من خلال حاجز الانتشار ، والدوران عن طريق إفراز الجسيمات الخارجية. . تمت أيضًا مناقشة الآليات والتنظيمات الجزيئية المتضمنة في كل خطوة. يعتبر نقل بروتينات الغشاء الهدبي عملية خلوية معقدة ودقيقة منسقة بين العديد من العضيات. من خلال التحليل المنهجي للبحوث الحالية ، نحدد الموضوعات التي يجب أن تخضع لمزيد من البحث لتعزيز التقدم في هذا المجال من البحث.


نتائج

تصوير الحويصلات المجهرية المشبكية المفردة

هنا قمنا بتصوير الحويصلات المجهرية المفردة الشبيهة بالتشابك في الخلايا الحية مع الفحص المجهري الكامل للانعكاس الداخلي (TIRF) 5. على وجه التحديد ، استخدمنا مسبار مضان حساس للأس الهيدروجيني يستهدف الحويصلات الدقيقة (VAChT-pH) بناءً على VAChT (الشكل 1 أ) 6. تضيء الحويصلات المفردة التي تحتوي على هذا المسبار عندما يتم فتح مسام الانصهار للحويصلة بعد خروج الخلايا ويتم تحييد التجويف الحمضي للحويصلة بواسطة المخزن المؤقت خارج الخلية 6. يوضح الشكل 1 ب خليتين تعبران عن VAChT-pH. كان الإسفار منتشرًا عبر السطح السفلي للخلية ، حيث كان محصوراً في نقاط نقطية صغيرة. لاختبار ما إذا كانت هذه النقاط النقطية موجودة على السطح الخارجي للخلية ، قمنا بتجميع الخلايا بمحلول منخفض الأس الهيدروجيني (الرقم الهيدروجيني 5.5 التكميلي S1). تم قياس تعتيم دراماتيكي للخلايا خلال هذا العلاج (الشكل التكميلي S1a-c). تم تعتيم نقاط VAChT-pH المفردة ثم إعادة سطوعها ، مما يشير إلى أن العديد من هذه النقاط كانت على الوجه خارج الخلية لغشاء البلازما. بعض النقاط الدمعية لم تكن خافتة ، مما يشير إلى أنها كانت في حجرات داخل الخلايا. لاختبار ما إذا كان VAChT-pH موجودًا في حجرات حمضية ، فإننا نمتزج الخلايا مع كلوريد الأمونيوم (الشكل التكميلي S1d-f). هذه المادة الكيميائية تكسر تدرجات الأس الهيدروجيني داخل الخلايا. تم تفتيح الخلايا وبعض النقاط النقطية الفلورية المعرضة لهذا المحلول ، مما يشير إلى أن بعض VAChT-pH يقع في حجرات حمضية داخل الخلايا (الشكل التكميلي S1d-f). مجتمعة ، تشير هذه النتائج إلى أن VAChT-pH كان موجودًا في مجموعات على غشاء البلازما وفي الأجزاء الحمضية داخل الخلية.

(أ) رسم كاريكاتوري لمسبار الحويصلات الدقيقة VAChT-pH. (ب) صورة لخليتين PC12 تعبران عن VAChT-pH تم تصويرهما باستخدام TIRF. مقياس شريط يساوي 5 ميكرومتر. (ج) إطارات من فيلم حيث تخضع حويصلة واحدة تحتوي على VAChT-pH لإخراج الخلايا الناجم عن إزالة الاستقطاب ، و (د) التألق المقابل من دائرة نصف قطرها 750 نانومتر لتلك المنطقة. شريط المقياس يساوي 2 ميكرومتر. (ه) متوسط ​​مضان VAChT-pH من الحويصلات الخارجة (83 حدثًا ، 13 خلية). (F) كارتون لمسبار الأس الهيدروجيني المعدل VAChT-pH-mCherry. (ز) متوسط ​​مضان VAChT-pH-mCherry من الحويصلات الخارجة عن الخلية في كل من قنوات pHluorin و mCherry (36 حدثًا ، 3 خلايا). يتم عرض نسبة هاتين الشدة في ح. أشرطة الخطأ هي sem.m معيار. الفلور.

لاستحضار خروج الخلايا ، نقوم بإزالة الاستقطاب من الخلايا التي تحتوي على نسبة عالية من البوتاسيوم. تسبب هذا الحل في حدوث أحداث إفرازية سريعة ومتعددة. يمكن رؤية ومضات ساطعة عبر السطح السفلي للخلية. كانت هذه الأحداث نادرة في الخلايا غير المحفزة. يوضح الشكل 1 ج مثالاً على حدث (فيلم إضافي 1). قبل خروج الخلايا بعشر ثوانٍ ، لا تكون الحويصلة مرئية ، ولكن عندما تفتح مسام الانصهار ، يحدث وميض ساطع في إطار واحد (500 مللي ثانية) ويخلق توهجًا من التألق يشع إلى الخارج في كل الاتجاهات ويخفت (الشكل 1 ج). بعد خروج الخلايا ، تم التقاط بعض من هذا التألق على مجموعات VAChT-pH مسبقة التشكيل بالقرب من موقع طرد الخلايا (الشكل 1 ج). تم رسم التألق من منطقة الغشاء المحلي (دائرة نصف قطرها 750) المحيطة بهذه الحويصلة في الشكل 1 د. يوضح هذا التتبع أن VAChT-pH يزداد عند الإفراز الخلوي ، ويتحلل في غضون بضع ثوانٍ ثم يستقر بعد ذلك إلى شدة تقترب من نصف قيمة الذروة. The corresponding fluorescence from many events (83 events, 13 cells) is plotted in Fig. 1e. On average, VAChT-pH brightens rapidly and then decays. There is, however, a substantial amount of fluorescence (61±0.03%) that remains near the site of fusion (Fig. 1e).

To determine if the VAChT-pH decay was due to loss of the protein into the plasma membrane (full-fusion) or was due to the direct recapture and re-acidification of the vesicle (kiss-and-run), we tagged VAChT-pH with mCherry. VAChT-pH-mCherry, positions the pH-sensitive pHluorin inside the vesicle lumen and the pH-insensitive mCherry into the cytoplasm (Fig. 1f). This sensor acts as a ratio-metric probe for pH changes in vesicles. The green fluorescence from VAChT-pH-mCherry rapidly brightens and then decays to 58±0.07% (Fig. 1g). Similarly, the mCherry fluorescence increases and then decays at the same rate, and to the same extent as pHluorin (62±0.07% Fig. 1g). The ratio of the red-to-green is shown in Fig. 1h, and shows that after exocytosis there is no change. Thus, the decay in VAChT-pH after exocytosis is not due to direct recapture and acidification (kiss-and-run), but instead is due to the loss of the probe into the membrane. These results support a full-fusion mechanism of exocytosis for VAChT.

To analyse the spread of VAChT-pH, we measured four radial line scans centred over vesicles (Fig. 2a). These scans generated an average one-dimensional kymograph of the two-dimensional membrane surrounding exocytic events. Figure 2a shows results of averaging the kymographs of many VAChT-pH fusion events together. Upon exocytosis, fluorescence brightens and spreads rapidly. Fluorescence, however, progressed only a short distance. As seen in the example in Fig. 1c, some of the diffusing fluorescence remains near the site of fusion (Fig. 2a). The fluorescence from these kymographs is plotted in Fig. 2b. Analysis of these data is shown in Fig. 2c, where two-dimensional Gaussian functions were fit to vesicles. This plot shows that VAChT initially spreads rapidly, but remains relatively constant in size 10 s following exocytosis. We conclude that microvesicles release VAChT into the plasma membrane. Most of this material, however, does not spread more than a few hundred nanometres (σ-values at 30 s, 1.1±0.1 μm) from the site of exocytosis. These results are consistent with several models of release for VAChT, which we consider below.

(أ) Mean normalized radial linescans of microvesicles during exocytosis (46 events, 13 cells). Scale bar equals 1.5 μm. (ب) Intensity plot of the same radial linescans. (ج) Mean σ-value of a Gaussian function fit to each of the events used for أ و ب. Error bars are s.e.m.

Vesicle material is trapped in clathrin-coated structures

The cytosolic tail of VAChT binds to the adaptor protein AP2 (refs 7, 8). To determine if endocytic proteins were responsible for clustering vesicle material on the cell surface, and are involved in the retention of VAChT near sites of exocytosis, we imaged VAChT-pH together with two endocytic markers. Figure 3a shows an image of VAChT-pH and a marker for clathrin-coated structures (clathrin light chain tagged with dsRED, mLC-dsRED) 9 . These images show that the bottom surface of PC12 cells have a large number of clathrin-coated structures (0.95 clathrin spots per μm 2 ±0.02 spots per μm 2 , ن=11 cells, 79 regions (72 μm 2 area)). A similar density for clathrin was found with antibody staining (Supplementary Fig. S2). To test if MLC-dsRED labelled all the clathrin structures, we immunostained cells expressing MLC-dsRED with antibodies against the heavy chain of clathrin. Almost all the antibody-stained clathrin spots were labelled with MLC-dsRED (Supplementary Fig. S3). Furthermore, the number of antibody-stained clathrin structures was not increased compared with untransfected controls (X22 density of MLC-dsRED-transfected cells: 1.05±0.02 clathrin spots per μm 2 , X22 density of control cells: 1.06 clathrin spots per μm 2 ±0.03 Supplementary Figs S2 and S3). These results show that the density of clathrin was not changed by the expression of clathrin light chain (Supplementary Figs S2 and S3).

(أ) TIRF image of a cell co-expressing VAChT-pH and MLC-dsRED along with the overlay image. Scale bar equals 5 μm. (ب) Mean extracted and normalized square regions centred on VAChT-pH spots and the corresponding regions from the MLC-dsRED channel (ن=11 cells, 1,374 regions). Scale bar equals 2 μm. (ج) The two-dimensional correlation values between the images used in ب. (د) TIRF image of a cell co-expressing VAChT-pH and AP2-mCherry along with the overlay image. Scale bar equals 5 μm. (ه) Mean extracted and normalized square regions centred on VAChT-pH spots and the corresponding region from the AP2-mCherry channel (ن=6 cells, 964 regions). Scale bar equals 2 μm. (F) The two-dimensional correlation values between the images used in ه. Avg, average.

When green images (Fig. 3a) were compared with red, a large fraction of VAChT-pH and clathrin colocalized (Fig. 3a). To analyse colocalization, we extracted 1,374 small (8.5 × 8.5 μm) images from 11 cells. In these regions, the centre of VAChT-pH structures were aligned to the middle pixel of the image. The corresponding regions from the MLC-dsRED image were also extracted. The fluorescence from these regions were normalized and averaged. This analysis showed a small distinct spot in the VAChT-pH image that co-localized with clathrin (Fig. 3b). The correlation between these regions is plotted in Fig. 3c and shows a strong and positive correlation. Visual inspection of 215 randomly chosen regions indicated that 85% of the central VAChT-pH spots had a corresponding signal in the MLC-dsRED channel. Similar analysis was done with VAChT-pH and AP2-mCherry (Fig. 3d-f). These images and their analysis show that, similar to clathrin VAChT-pH and AP2-mCherry strongly colocalize. Average VAChT-pH and AP2-mCherry image pairs have similar correlation values, sizes and distributions (Fig. 3d-f). Again, visual inspection of 215 randomly chosen regions showed that 82% of all the central VAChT-pH spots colocalized with AP2-mCherry. To test for the association of clathrin and AP2, we measured the colocalization of MLC-dsRED and AP2-green fluorescent protein (GFP Supplementary Fig. S4). Visual inspection indicated that 98% of the MLC-dsRED had a corresponding signal in the AP2-GFP channel. Thus, almost all of the MLC-dsRED structures contained AP2-GFP. We conclude that there is a resting pool of VAChT-pH on the surface of the cell that is clustered on endocytic structures composed of clathrin and AP2.

After exocytosis, vesicle material is trapped over clathrin

We next asked if the corralling of VAChT-pH observed after exocytosis is related to clathrin. To answer this question, we triggered exocytosis in cells expressing VAChT-pH and MLC-dsRED. We then imaged the release of VAChT-pH from single exocytic vesicles and compared these images with clathrin. Figure 4a shows a single exocytic vesicle arriving at the surface and rapidly brightening. VAChT-pH left the site of exocytosis and diffused radially into the plasma membrane where a fraction of the fluorescence was rapidly (<1 s) captured on a preformed clathrin structure (Fig. 4a Supplementary Fig. S5 and Supplementary Movie 2). This trapped VAChT-pH remained associated with clathrin for over 20 s.

(أ) Sequential two-colour TIRF images of a single vesicle fusing with the plasma membrane. The location of fusion is indicated by the blue arrow. After fusion, VAChT-pH is captured on a preformed clathrin-coated pit (yellow arrow) located close to the site of exocytosis. Scale bar equals 2 μm. (ب) Mean radial linescans through images centred on clathrin structures located within 1 μm of an exocytic event (ن=7 cells, 35 regions). Fusion occurs at zero seconds. Scale bar equals 2 μm. (ج) The measured fluorescence from VAChT-pH and MLC-dsRED from a circle with a radius of 375 nm centred on the clathrin structures shown in ب. (د) Mean radial linescans through images centred on clathrin-free areas located within 1 μm of an exocytic event (ن=7 cells, 43 regions). (ه) The measured fluorescence from VAChT-pH and MLC-dsRED from a circle with a radius of 375 nm centred on the centre of the clathrin-free areas shown in د. Spatial analysis comparing sites of exocytosis (F, yellow cross) to clathrin (F, red circles). Scale bar equals 2 μm. The blue circle indicates an area 1 μm from the centre of exocytosis. (ز) Plot of the number of clathrin structures located within 1 μm of fusion events (ن=11 cells, 79 regions, 4,383 clathrin structures). (ح) Histogram showing nearest-neighbour distances between fusion sites and clathrin spots. (أنا) Histogram showing the nearest-neighbour distances between random sites and clathrin spots. Error bars are s.e.m. متوسط fluor., average fluorescence Norm. fluor., normalized fluorescence.

To analyse the capture of VAChT-pH on clathrin, we measured fluorescence around clathrin structures located within1 μm of fusion events. The average kymographs centred over clathrin is shown in Fig. 4b. From this analysis, it is evident that clathrin is stable at the membrane before exocytosis. At the moment of fusion, VAChT-pH brightens in the membrane area surrounding clathrin, steadily increases and is then focused onto the central clathrin-containing spot (Fig. 4b). We observe that the width of the VAChT-pH spot decrease after exocytosis and aligns with the central spot of clathrin in the kymograph (Fig. 4b). A plot of the fluorescence intensity during exocytosis measured in a small membrane area (375 nm radius circle) over clathrin is shown in Fig. 4c. In these clathrin-containing regions, VAChT-pH fluorescence steadily increases after exocytosis and then plateaus (Fig. 4c). The small and slow decline of fluorescence over clathrin during the plateau phase could be due to several experimental issues, including photobleaching, vesicle movement, re-acidification and endocytosis. These data demonstrate that the trapping of VAChT-pH occurs over resident clathrin structures located within a micron of exocytosis.

To show that VAChT-pH is specifically trapped over clathrin after exocytosis, we measured VAChT-pH in regions that did not contain clathrin and were located within 1 μm of fusion events. The average kymograph centred over clathrin-free areas is shown in Fig. 4d. In these regions, VAChT-pH brightens at exocytosis and is then rapidly lost. Specifically, VAChT-pH diffuses from the central, clathrin-free area, and is then captured on the surrounding clathrin. Unlike Fig. 4c, the fluorescence from clathrin-free areas (375 nm radius circle) increases at exocytosis, does not continue to increase and then rapidly decays (Fig. 4e). These data demonstrate that after exocytosis, VAChT-pH freely diffuses in membranes that do not contain clathrin, and is caught on membranes that do contain clathrin.

To test for a spatial coupling between sites of exocytosis and endocytosis, we mapped the location of 79 exocytic vesicles in relation to all clathrin spots. Figure 4f shows an example image of a field of clathrin where an exocytic event occurs in the centre (Fig. 4f, yellow cross). For this analysis, we determined the location of all the clathrin structures in each image surrounding exocytic sites (11 cells, 79 regions, 4,383 spots). The same analysis was done for control images from the same cells (7 cells, 67 images, 3,941 spots). This analysis shows that there is a dense network of clathrin across the cell surface. Interestingly, there was no increase in the number of clathrin structures near sites of exocytosis (2.9 spots±0.2 spots) compared with the control images (2.7 spots±0.2 spots Fig. 4g). A histogram showing the distance between exocytic sites and the closest clathrin structure is plotted in Fig. 4h. The closest clathrin structure to each fusion site was 482±27 nm. Figure 4i shows that the nearest-neighbour spacing of clathrin structures is 706±11 nm (4,373 structures, 79 regions, 11 cells). For controls, the clathrin structure nearest to the centre of the image was 435±23 nm and the nearest-neighbour spacing of clathrin was 711±11 nm. Thus, material exiting a vesicle needs to go no further than a few hundred nanometres before it encounters a preformed clathrin structure. This distribution of clathrin, however, is not linked to sites of exocytosis. Instead, it is randomly generated by the spacing and high density of resident clathrin structures.

To support the hypothesis that classical clathrin-mediated endocytosis was linked to the surface distribution of VAChT, we treated cells with the dynamin inhibitor dynasore 10 . Like MLC-dsRED and AP2-mCherry, Dynamin1-mCherry (Dyn1-mCherry) co-localized with VAChT-pH (Supplementary Fig. S6). Visual inspection indicated that 64% of VAChT-pH spots co-localized with Dyn1-mCherry spots (Supplementary Fig. S6). When cells were exposed to 80 μM dynasore for 30 min, a dramatic increase in surface fluorescence over time was observed (Supplementary Fig. S6). This increase in fluorescence occurred in both the stable fluorescent puncta and plasma membrane regions not associated with puncta. Thus, the surface distribution and recycling of VAChT-pH is dependent on the action of components of clathrin-coated pits, namely dynamin.

Architecture of clathrin determined by iPALM

From the above data, we conclude that a large fraction of vesicle material is rapidly and locally captured over pre-formed clathrin structures after triggered exocytosis. Standard optical microscopy (for example, TIRF) is restricted by the diffraction limit of light. This fact limits the resolution of cellular structures to

200 nm with TIRF. Thus, we used a super-resolution optical technique known as interferometric photo-activation localization microscopy (iPALM) to image the three-dimensional sub-diffraction size and distribution of clathrin in PC12 cells 11 . To accomplish this, we tagged clathrin light chains with the photo-switchable fluorescent protein mEOS2 (mLC-mEOS2 Fig. 5a) 12 . iPALM was used to reconstruct the size, shape and distribution of clathrin at the bottom surface of the plasma membrane. iPALM also allows one to analyse the distribution of clathrin molecules in the plane perpendicular to the coverslip 11 . Figure 5b shows a single cell imaged with iPALM. The images to the left shows the cell imaged with a conventional TIRF, and to the right shows the same cell imaged with iPALM. Clearly, individual spots of clathrin are difficult to distinguish with conventional imaging. However, distinct clathrin structures are clearly visible with iPALM.

(أ) Cartoon of a single clathrin triskeleon with a light chain labelled with a fluorescent protein. The triskeleons assemble together to form clathrin-coated structures. (ب) Conventional TIRF optical image and (ج) iPALM measurement of MLC-mEOS2 in a PC12 cell. Scale bar equals 5 μm. في ب, the blue arrows point to gold particles used for alignment. In both cases, a magnified view of the white box is shown below. Scale bar equals 1 μm. (د) Histogram of clathrin spacing in PC12 cells measured with iPALM. (ه) Histogram showing the width of the same structures. (F) Plot of width versus depth of the clathrin objects measured with iPALM. Error bars are s.e.m.

From images of entire cells, we were able to calculate the sub-diffraction distribution of clathrin. The total density of resolvable spots was 2.00±0.09 spots per μm 2 (3 cells). Nearest-neighbour analysis showed that the average spacing was 560±1 nm (ن=3 cells, 305 spots Fig. 5d). This was 200 nm closer than we observed with conventional TIRF. To systematically analyse the shape of all the structures on the surface, we measured the width and depth of each structure from three cells in the x, y and z dimensions relative to the glass coverslip. Figure 5e shows that the size of clathrin-coated structures ranged from 50 to 450 nm in diameter (mean: 224±5 nm, ن=3 cells, 401 structures). These structures varied in shape with 42% less than 75 nm in depth (Fig. 5f). From these measurements, there was no strong correlation between the width and depth of individual pits. These data support the finding that the density of clathrin structures in these cells is very high. Furthermore, individual structures were either flat or domed. The functional importance of these two types of structures is yet to be determined. Finally, the two-fold increase in density observed with iPALM can be explained by the inability of traditional optical imaging (TIRF) to delineate between two closely spaced structures and one large structure.

Architecture of clathrin determined by electron microscopy

To further map the architecture of clathrin, we performed electron microscopy. We first prepared platinum-shadowed membrane sheets from PC12 cells 13 . We then used whole-cell transmission electron microscopy to visualize the entire inner surface of the plasma membrane (Supplementary Fig. S7). We observed two types of clathrin structures: (1) distinctive flat patches and (2) domes, or pit-like structures (Supplementary Movie 3). Figure 6a shows four regions where both flat patches and pits of clathrin can be seen. To determine the shape of these structures, we measured the minimum and maximum dimension (1,045 clathrin structures, 96 regions, 3 cells). The structures were further classified by eye as flat or domed. Figure 6b shows a scatter plot of these measurements. The structures have a maximum diameter of 129±1 nm (1,045 clathrin structures, 96 regions, 3 cells). Figure 6c show this nearest-neighbour analysis. Clathrin structures were distributed at a nearest-neighbour density of 463±8 nm (3 cells). The total density was 1.6 clathrin structures per μm 2 ±0.11 (96 regions, 3 cells). To further confirm these densities, we performed super-resolution imaging (Supplementary Fig. S8). The density observed with ground-state depletion (GSD) imaging showed 2.3 structures per μm 2 ±0.08 (92 regions, 6 cells). Again, these data support the finding that the density of clathrin on the surface is very high, between 2 and 11 times greater than previously reported from other cell types 14,15,16,17,18,19,20 . Furthermore, these data demonstrate that the density of clathrin structures measured in iPALM was not a consequence of overexpression. The differences between our EM, iPALM and GSD-measured clathrin densities likely resulted from the systematic measurement errors of each method. For example, some clathrin structures are hidden by other cellular structures in our EM images. Furthermore, background fluorescence could result in a slight overcounting of clathrin structures in iPALM and GSD imaging. These measurements support the model in which fusion occurs randomly among sites of endocytosis, and diffusing material can be rapidly captured on preformed clathrin-coated structures waiting on the cell surface to trap material destined for endocytosis.

(أ) Four representative transmission electron microscopic images of the inner surface of the plasma membrane of PC12 cells. A representative flat (yellow arrow) and domed (pink arrow) structure are indicated. Scale bar equals 200 nm. (ب) Plot of minimum and maximum caliper measurement for all visible clathrin structures over the entire cell (n=3 cells, 64 regions, 1,045 clathrin structures). Pink circles are structures classified as domed and purple circles are structures classified as flat. (ج) Nearest-neighbour analysis of all the clathrin structures shown in ب.

Modelling

To test the hypothesis that a dense field of traps can limit the spread of VAChT, we developed a simple physical model (Fig. 7a). First, particles in the centre of a small field were allowed to undergo random two-dimensional Brownian diffusion. These simulations were observed to lose all the particles rapidly (Fig. 7b and Supplementary Movie 4). When we introduced a population of traps into the simulation (1, 2 and 5 traps per μm 2 ), we observe a rapid capture of particles near sites of release (Fig. 7b and Supplementary Movie 5). The amount of capture was directly related to the density of traps. This is observed in Fig. 7b and Supplementary Movie 5. A plot measuring the fluorescence from simulations shows that without traps fluorescence is rapidly lost from the centre (750 nm radius region) into the surrounding membrane (Fig. 7c). The plot, however, of average simulations that included traps shows a rapid loss and then a plateau of fluorescence (Fig. 7c). The size of the plateau is proportional to the number of traps. These simulations support the hypothesis that a dense network of traps can account for the limited spread and rapid capture of VAChT. Furthermore, the density of traps can modulate the amount of material lost or remaining near any individual site of release.

(أ) Cartoon of the model for the release and capture of VAChT. (ب) Radial kymograph of fluorescence from the mean of five diffusion simulations. The simulations contained 0, 1, 2 and 5 traps per μm 2 . The material rapidly exits the centre, but a large amount of the particles are caught and remain in the centre in simulations that contain traps. Scale bar equals 2 μm. (ج) Plot of the mean intensity contained in circular regions with a radius of 750 nm from the above simulations. Error bars are s.e.m.


Some of the integral membrane proteins that a cell displays at its surface are receptors for particular components of the ECF. For example, iron is transported in the blood complexed to a protein called ترانسفيرين. Cells have receptors for transferrin on their surface. When these receptors encounter a molecule of transferrin, they bind tightly to it. The complex of transferrin and its receptor is then engulfed by endocytosis. Ultimately, the iron is released into the cytosol. The strong التقارب of the transferrin receptor for transferrin (its يجند) ensures that the cell will get all the iron it needs even if transferrin represents only a small fraction of the protein molecules present in the ECF. Receptor-mediated endocytosis is many thousand times more efficient than simple pinocytosis in enabling the cell to acquire the macromolecules it needs.

Another Example: the Low-Density Lipoprotein (LDL) Receptor

Cells take up cholesterol by receptor-mediated endocytosis. Cholesterol is an essential component of all cell membranes. Most cells can, as needed, either synthesize cholesterol or acquire it from the ECF. Human cells get much of their cholesterol from the liver and, if your diet is not strictly "100% cholesterol-free", by absorption from the intestine.

Cholesterol is a hydrophobic molecule and quite insoluble in water. Thus it cannot pass from the liver and/or the intestine to the cells simply dissolved in blood and ECF. Instead it is carried in tiny droplets of lipoprotein. The most abundant cholesterol carriers in humans are the low-density lipoproteins أو LDLس.

LDL particles are spheres covered with a single layer of phospholipid molecules with their hydrophilic heads exposed to the watery fluid (e.g., blood) and their hydrophobic tails directed into the interior. Some 1,500 molecules of cholesterol (each bound to a fatty acid) occupy the hydrophobic interior of LDL particles. One molecule of a protein called apolipoprotein B (apoB) is exposed at the surface of each LDL particle.

The first step in acquiring LDL particles is for them to bind to LDL receptors exposed at the cell surface. These transmembrane proteins have a site that recognizes and binds to the apolipoprotein B on the surface of the LDL. The portion of the plasma membrane with bound LDL is internalized by endocytosis. A drop in the pH (from

5) causes the LDL to separate from its receptor. The vesicle then pinches apart into two smaller vesicles: one containing free LDLs the other containing now-empty receptors. The vesicle with the LDLs fuses with a lysosome to form a secondary lysosome. The enzymes of the lysosome then release free cholesterol into the cytosol. The vesicle with unoccupied receptors returns to and fuses with the plasma membrane, turning inside out as it does so (exocytosis). In this way the LDL receptors are returned to the cell surface for reuse.

People who inherit two defective (mutant) genes for the LDL receptor have receptors that function poorly or not at all. This creates excessively high levels of LDL in their blood and predisposes them to atherosclerosis and heart attacks. The ailment is called familial (because it is inherited) ارتفاع الكولسترول.

Mutations in APOB, the apoB gene, cause another form of inherited hypercholesterolemia.

  • the retinoid vitamin A (retinol) bound to the retinol-binding protein
  • the steroids
      bound to the vitamin D binding protein bound to the corticosteroid binding globulin and estrogens bound to the sex hormone binding globulin
  • and there is growing evidence that, like cholesterol, they are taken into the cell by receptor-mediated endocytosis.


    طرد خلوي

    Exocytosis is the process by which cells release particles from within the cell into the extracellular space.

    أهداف التعلم

    Describe exocytosis and the processes used to release materials from the cell.

    الماخذ الرئيسية

    النقاط الرئيسية

    • Exocytosis is the opposite of endocytosis as it involves releasing materials from the cell.
    • Exocytosis has five stages, each leading up to the vesicle binding with the cell membrane.
    • Many bodily functions include the use of exocytosis, such as the release of neurotransmitters into the synaptic cleft and the release of enzymes into the blood.

    الشروط الاساسية

    • إفراز: The act of secreting (producing and discharging) a substance, especially from a gland.
    • حويصلة: A membrane-bound compartment found in a cell.

    طرد خلوي

    Exocytosis’ main purpose is to expel material from the cell into the extracellular fluid this is the opposite of what occurs in endocytosis. In exocytosis, waste material is enveloped in a membrane and fuses with the interior of the plasma membrane. This fusion opens the membranous envelope on the exterior of the cell and the waste material is expelled into the extracellular space. Exocytosis is used continuously by plant and animal cells to excrete waste from the cells.

    طرد خلوي: In exocytosis, vesicles containing substances fuse with the plasma membrane. The contents are then released to the exterior of the cell.

    Exocytosis is composed of five main stages. The first stage is called vesicle trafficking. This involves the steps required to move, over a significant distance, the vesicle containing the material that is to be disposed. The next stage that occurs is vesicle tethering, which links the vesicle to the cell membrane by biological material at half the diameter of a vesicle. Next, the vesicle’s membrane and the cell membrane connect and are held together in the vesicle docking step. This stage of exocytosis is then followed by vesicle priming, which includes all of the molecular rearrangements and protein and lipid modifications that take place after initial docking. In some cells, there is no priming. The final stage, vesicle fusion, involves the merging of the vesicle membrane with the target membrane. This results in the release of the unwanted materials into the space outside the cell.

    Some examples of cells releasing molecules via exocytosis include the secretion of proteins of the extracellular matrix and secretion of neurotransmitters into the synaptic cleft by synaptic vesicles. Some examples of cells using exocytosis include: the secretion of proteins like enzymes, peptide hormones and antibodies from different cells, the flipping of the plasma membrane, the placement of integral membrane proteins(IMPs) or proteins that are attached biologically to the cell, and the recycling of plasma membrane bound receptors(molecules on the cell membrane that intercept signals).


    The Back Story

    by Eleonora Aquilini

    What work led to this paper?

    Apicomplexan parasites are single-celled, obligate intracellular parasites defined by the presence of an “apical complex” - a group of cytoskeletal structures and organelles located at the anterior end of the cell. The apical complex is a critical compartment for parasites, because it regulates the events leading to host cell invasion. Out of all the remarkable structures of the apical complex, rhoptries are pear-shaped organelles that inject proteins into the host-cell (crossing not only the plasma membrane of the parasite but also that of the host), to support invasion and subversion of host immune function. But, how!?

    The molecular mechanism by which they are discharged and their effectors delivered into the host cytoplasm was unclear, and no orthologues of secretion genes from bacteria, yeasts, animals or plants were found associated to rhoptry secretion in Apicomplexa (with only one exception). Rhoptry secretion could thus represent an unconventional, parasite specific, secretory mechanism…

    Luckily, pioneering ultrastructural work done at the turn of the '80s pointed out some resemblance between secretory organelles in apicomplexan parasites and ciliates - their free-living relatives. Moreover, a rosette of 8 intramembranous particles, essential for fusion and secretion in free-living ciliates, was found to be present also in several apicomplexan parasites at the site of exocytosis, where the fusion takes place.

    A) Free-living باراميسيوم , Dubremetz et al. 1976 b) Eimeria parasite, Dubremetz et al. 1977 c) المتصورة parasite merozoite, Dubremetz et al. 1979 d) Roof of Casa Batlo, by A. Gaudí in Barcelona – we were so obsessed with the rosette that we could spot it literally everywhere , Lebrun 2017 e) free-living باراميسيوم, Froissard et al. 2002 f) المتصورة parasite sporozoite, Dubremetz et al. 1979 g) التوكسوبلازما parasite tachizoite, Aquilini et al. 2021

    These resemblances were all we needed to start.

    What did we do?

    Back and forth between free-living Ciliata and apicomplexan parasites.

    Building on the ultrastructural work done previously, we explored the similarities between organelle secretion system in ciliates (رباعية الغشاء thermophila و Paramecium tetraurelia) and apicomplexan parasites (Toxoplasma gondii و المتصورة المنجلية). We used cutting edge imaging techniques to study the structural elements and their architecture, and state-of-the-art molecular biology methods to explore the mechanism and molecular composition of these secretion systems.

    We cultivated tons of parasites and free-living ciliates, performed uncountables experiments, established the most amazing collaborations (Turkewitz Lab, specialists in secretory organelle biogenesis of Ciliata and for hobby in monarca butterfly metamorphosis and release and Chang Lab, masters of Cryo-electron tomography of the parasite apex in unfixed condition), I lived in Chicago for a while, we shared and discussed results in conferences (won one of the prizes at the Molecular Parasitology Meeting with preliminary results in 2018!), passed hours and hours and MORE hours looking at parasites under different types of microscopes . Dare I say we looked at them for hundreds of hours? نعم فعلا.

    What did we find?

    That rhoptry exocytosis depends on a fusion rosette of intramembrane particles visible on the plasma membrane at the site of secretion. Rosette formation requires the “non discharge” complex (Nd6, Nd9, NdP1, NdP2). This critical structure (the fusion rosette) and the genetic elements necessary for its assembly are akin to the exocytic machinery of ciliates, their free-living relatives. Our data suggests a common ancestry for this fusion machinery that adapted, in two groups of protists that diverged hundreds of millions of years ago, to radically different environments . This same machinery is involved in self- defence in the free-living ciliates and supports host-cell invasion in intracellular parasites.

    We also noticed something that caught our attention: one cardinal protein responsible for exocytosis was present on an enigmatic apical vesicle visible in at the very tip of several apicomplexan parasites, but a bsent in free-living ciliates. Our results indicate that this parasite-exclusive vesicle is sandwiched between the tip of the rhoptry and the rosette, and may reflect the additional complexity required for parasitism and cell invasion, in which exocytosis must be coupled with injection of rhoptry content through the host cell membrane – in contrast with free-living organisms, where secretory organelles are more simply discharged into the environment to thwart predators. In support of this hypothesis, a similar vesicle is present at the apex of بيركنسوس مارينوس, an oyster’s parasite phylogenetically considered an ancestor both of free-living ciliates and apicomplexan parasites, and a key taxon for understanding unique adaptations to parasitism.

    CRYO-ET view of the fusion rosette of intramembranous particles visible on the plasma mambrane and sagittal view and 3D reconstruction of the interactions between the tip of the rhoptry (orange), the apical vesicle (pink) and the fusion rosette (purple).

    Next challenge? Understand precisely the role and constitution of the apical vesicle, and further clarify how the molecular elements interact with each other to promote membrane fusion and rhoptry exocytosis.

    ZOOM-party paper accepted! From left to right, top line: Maryse Lebrun, Eleonora Aquilini, Marta Cova in the middle: Yi-Wei Chang, Nicolas Dos Santos Pacheco, Aaron Turkewitz bottom line: Laurence Berry and Daniela Sparvoli

    Summary and Future Perspectives

    We have summarized the above-mentioned mechanisms regarding exocytosis, endocytosis and possible coupling factors in Figure 2. From a macroscopic view, exocytosis may be matched with endocytosis: full fusion with clathrin-mediated endocytosis, KR and KS with clathrin-independent endocytosis, and sequential fusion and multivesicular exocytosis with bulk endocytosis. In this sense, the fate of the components of the fusing vesicle may be pre-determined at the moment of its choice of fusion modes. Therefore, understanding the early fusion intermediates of a vesicle, such as the hemifusion state, pore opening, dilation, and shape retention, will be instrumental for the understanding of the whole coupled process.

    Figure 2. Different types of exocytosis, endocytosis and coupling factors in secretory cells. Coupling factors and their roles in different steps are also listed on the scheme.

    The listed classification of different exocytosis and endocytosis subtypes is not based on molecular mechanism but rather hinges on studies that involve different experiments conducted on different cell types. The terminologies defined by different methods may not be mutually inclusive or exclusive. For example, bulk endocytosis is usually regarded as a subcategory of clathrin-independent endocytosis. However, the bulk membrane invaginations observed in secretory cells under EM, which are often taken as evidence supporting bulk endocytosis, may support the internalization of small or large chunks of membrane in a clathrin-dependent manner in live cell studies. KR and KS may be one uniform process at different stages but could also be two distinct processes with non-overlapping mechanisms. To differentiate these controversies, it is important to sort out molecules that are exclusively used for some specific processes, in addition to actin for clathrin-independent endocytosis (He et al., 2008 Delvendahl et al., 2016). Alternatively, we shall examine the same process in the same cells using multiple techniques. For example, combining cell-attached membrane capacitance measurements with imaging vesicular lipids in endocrine cells will help clarify whether lipid exchange occurs between the vesicle and the plasma membrane during the flickering of a small fusion pore. Simultaneous imaging of vesicular components and extracellularly applied fluorescent dextran of different sizes will help monitor the dilation of a fusion pore from ߡ nm to a much larger in diameter (Takahashi et al., 2002). This will differentiate KR and KS and ultimately determine the size of fusion pores accompanying KS exocytosis. Monitoring the shape of the membrane may reveal clues of hemifusion in live cells (Zhao et al., 2016) and will also confirm or disapprove the compound fusion/multivesicular exocytosis theories and their physiological significance. Finally, operating at a nanometer scale with lifetimes of milliseconds, most of the fusion intermediate structures described here can hardly be directly discerned even with state-of-the-art super-resolution microscopy methodologies (Huang et al., 2009 Schermelleh et al., 2010). Despite differences in exocytosis kinetics and the organization of fusion sites between synapses and endocrine cells, we believe that the core exo-endocytosis coupling mechanism is conserved. Therefore, if we can improve the temporal and spatial resolution and duration of current super-resolution imaging technologies, direct visualization of fusion pore intermediates in endocrine cells may invoke new insights that would render much of the discussed theories here obsolete.


    Understand Cell Secretion in 4 Q&As

    In secretory cells, such as the secretory cells of endocrine glands, organelles related to the production, processing and “export” of substances are widely present and well-developed. These organelles are the rough endoplasmic reticulum and the Golgi apparatus.

    The nuclear membrane of secretory cells generally has more pores to allow the intense traffic of molecules related to protein synthesis between the cytoplasm and the nucleus.

    Secretory Organelles

    3. What is the role of the rough endoplasmic reticulum and the Golgi apparatus in the production and release of proteins?

    In its outer membrane, the rough endoplasmic reticulum contains numerous ribosomes, structures where the translation of messenger RNA and protein synthesis occur. These proteins are stored in the rough endoplasmic reticulum and are later moved to the Golgi apparatus. Within the Golgi apparatus, proteins are chemically transformed and, when ready, they are put inside vesicles that detach from the organelle. These vesicles fuse with the plasma membrane (exocytosis) in the right place and its content is released outside the cell.

    حدد أي سؤال لمشاركته على Facebook أو Twitter

    ما عليك سوى تحديد (أو النقر المزدوج) سؤالاً لمشاركته. تحدى أصدقائك على Facebook و Twitter.


    Protein Degradation

    When a protein has outlived its usefulness or become damaged, it is degraded by the cell. In eukaryotes, a protein that is to be degraded has a number of copies of the small protein ubiquitin attached to it by a series of ubiquitin-adding enzymes. Ubiquitin serves as a tag that marks the protein for degradation. A tagged protein is then sucked into a large cellular machine called the proteasome, which itself is made up of a number of protein components and looks something like a trash can. Inside the proteasome, the tagged protein is digested into small peptide fragments that are released into the cytoplasm where they can be further digested into free amino acids by other proteases. The life of a protein begins in one cellular machine called the ribosome and ends in another called the proteasome.


    شاهد الفيديو: اليوم الثاني - البرنامج التدريبي - غشاء الخلية وهيكلها الداخلي - مناقشة (يونيو 2022).


تعليقات:

  1. Anluan

    يمكنني أن أقترح زيارتك لك موقعًا يوجد فيه الكثير من المعلومات حول موضوع مثير للاهتمام.

  2. Adney

    أعتذر ، لكن في رأيي ، من الواضح.

  3. Zurisar

    شكرًا للمساعدة في هذا السؤال ، أنا أيضًا أعتبر أنه كلما كان ذلك أسهل ، كلما كان ذلك أفضل ...



اكتب رسالة