معلومة

كيف يكتشف مقياس الطيف الكتلي مثيلة الهيستون؟

كيف يكتشف مقياس الطيف الكتلي مثيلة الهيستون؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

في هذه الورقة البحثية يتحدثون عن مثيلة هيستون. يستخدمون مطياف الكتلة لتحديد موضع الببتيد الذي يتم ميثليته. هل العدد الناتج عن مقياس الطيف يحسب كتلة الحمض الأميني مع وبدون كتلة مجموعة الميثيل؟ أتساءل لأنني رأيت بعض المقدمة تقول أن الرقم يمثل الكتلة الجزيئية للجزيء. كما أود أن أسأل عن آلية ذلك وكيف تفسر هذه البيانات؟ شكرا لك!


إنه ليس MS بسيطًا ، إنه MS ترادفيًا. يرسلون العينة من خلال MS متعددة ويقومون بتقسيمها بينهم. حتى يتمكنوا من الحصول على معلومات حول التركيب الجزيئي أيضًا ، وليس فقط كتلة / شحنة الجزيء.

اقتباس من مقالتك:

أطياف MS / MS لبروتين H3 المميثل (من أعلى إلى أسفل) وشظايا عند تفكك تفكك نقل الإلكترون. تحتوي شظايا H3 الميثيلة على تحول جماعي قدره 42 بدءًا من C14 ، مما يشير إلى موقع تعديل في K14 عند الطرف N من الببتيد. طاقة الاصطدام المعيارية = 35٪ ، التنشيط Q = 0.250 ، وقت التنشيط = 100 مللي ثانية ، وقت التراكم = 5 دقائق.

مرجع من مقالتك:

Frese et al.، 2011 C.K. فريز ، إيه إف ألتيلار ، م. هينريش ، دي نولتينج ، إم زيلر ، ج. جريب رامينج ، إيه جيه. هيك ، س. محمد

تحسين تحديد الببتيد عن طريق التجزئة المستهدفة باستخدام CID و HCD و ETD على LTQ-Orbitrap Velos

J. Proteome Res.، 10 (2011)، pp.2377-2388


دائمًا ما تكون الأرقام الناتجة عن أي مطياف كتلة هي الكتلة مقسومة على الشحنة (m / z).

يوضح الشكل 2 ب في الورقة القمم من الببتيد الذي تم عزله ثم تجزئة داخل مطياف الكتلة. السيناريو المثالي هو أن كل قمة لها m / z الذي يتوافق مع جزء محتمل من الببتيد (أو أي شيء يتم تحليله).

تتضمن شظايا الأيونات التي تشير إلى المثيلة الكتلة أحادية النظير لثلاث مجموعات ميثيل (~ 42). تحمل هذه الأيونات (C14 - C21) أيضًا إلكترونين. توفر الآلة m / z لذا أضف الكتلة أحادية النظير من الببتيد + كتلة أحادية النظير لثلاث مجموعات ميثيل + كتلة إلكترونين ثم اقسمها على الشحنة (2).

يمكن رؤية تأثير حالة الشحن عندما تنظر إلى C13 (+ ؛ 1360.79 م / ض) و C14 (++ ؛ 766 م / ض).

لم أكن أعرف كيف أتطرق إلى "آلية ذلك".


فهم مثيلة البروتين الديناميكي باستخدام مطياف الكتلة

مثيلة البروتين هو تعديل ما بعد الترجمة (PTM) الذي يعدل العمليات الخلوية والبيولوجية بما في ذلك النسخ ومعالجة الحمض النووي الريبي وتفاعلات البروتين وديناميكيات البروتين. الميثيل ، المحفز بواسطة إنزيمات ميثيل ترانسفيراز عالية النوعية ، يحدث في العديد من الأحماض الأمينية بما في ذلك الأرجينين ، والليسين ، والهيستيدين ، والأحماض الأمينية ثنائية الكربوكسيل مثل الغلوتامات. لا تزال التقنيات القائمة على قياس الطيف الكتلي (MS) هي الأساليب المفضلة لدراسة البروتين PTM. هذه الأساليب هي أدوات قوية وحساسة تم استخدامها لتحديد وتقدير وتوصيف مثيلة البروتين. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أن تقترن استراتيجيات وضع العلامات الأيضية بالكشف عن مرض التصلب العصبي المتعدد من أجل قياس الديناميكية والتفاضلية في الجسم الحي معدلات مثيلة البروتين. في هذه المراجعة ، تمت مناقشة التطبيقات المختلفة لتقنيات قياس الطيف الكتلي وطرق دراسة مثيلة البروتين.

يسلط الضوء

تعد التقنيات والمنهجيات القائمة على قياس الطيف الكتلي أدوات قوية لتحديد وتوصيف الأحماض الأمينية الميثيلية بثقة. ► كما أنها تمكن من التمييز بين الأنواع الفرعية للميثيل ، وتحديد مواقع التعديل. يمكن لقياس الطيف الكتلي قياس حالات مثيلة البروتين ودينامياتها كميًا.


كيف يكتشف مطياف الكتلة مثيلة هيستون؟ - مادة الاحياء

يعد Middle-down هو الأنسب لدراسة تعديلات ما بعد الترجمة الاندماجية للهيستون.

لدى MS Crosslinking مجموعة متنوعة من التطبيقات المحتملة في استكشاف تعديلات هيستون بعد الترجمة.

يعتبر تبادل الهيدروجين والديوتيريوم MS واعدًا كبيرًا لدراسة انضغاط النيوكليوسوم.

تعد مناهج omics المتعددة مفيدة لدراسة الشبكات التنظيمية المعقدة.

الملخص

تعد تعديلات هيستون بعد الترجمة (PTMs) إحدى الآليات الرئيسية للتنظيم اللاجيني. يؤدي عدم تنظيم الهيستون إلى العديد من الأمراض البشرية ، مثل السرطان. نظرًا للإنتاجية العالية والدقة والمرونة ، فقد ظهر مقياس الطيف الكتلي (MS) كأداة قوية في مجال تعديل الهيستون اللاجيني ، مما يسمح بالتحليل الشامل وغير المتحيز للهيستون PTMs والعوامل المرتبطة بالكروماتين. إلى جانب تقنيات مختلفة من البيولوجيا الجزيئية والكيمياء الحيوية والبيولوجيا الكيميائية والفيزياء الحيوية ، تم استخدام MS لتوصيف جوانب مميزة من هيستون PTMs في التنظيم اللاجيني لوظائف الكروماتين. في هذه المراجعة ، سنصف التطورات في مجال مرض التصلب العصبي المتعدد التي سهلت تحليل هيستون بي تي إم وبيولوجيا الكروماتين.


Epiproteomics: التحليل الكمي لعلامات ورموز هيستون عن طريق قياس الطيف الكتلي

مرجع مفيد للتحليل الكمي لتعديلات هيستون.

ثلاثة مناهج عامة لتحليل تعديلات هيستون بواسطة مطياف الكتلة.

التحديات التحليلية للفصل والأجهزة والمعلوماتية للهستونات.

استراتيجيات لتنفيذ تدفقات عمل LC-MS لتحليل علامات ورموز هيستون.

الهيستونات عبارة عن مجموعة من البروتينات ذات عدد كبير من التعديلات اللاحقة للترجمة ، بما في ذلك المثيلة ، والأستلة ، والفسفرة ، والتكوين الأحادي ، والتي تلعب أدوارًا مهمة في كل نشاط مقولب بالكروماتين. شهد التحليل الكمي لهذه التعديلات باستخدام مقياس الطيف الكتلي (MS) تحسينات كبيرة على مدى العقد الماضي. أصبح من الممكن الآن إجراء مسوحات واسعة النطاق لعشرات من علامات هيستون ومئات من مجموعاتها على الكروماتين العالمي. هنا ، نراجع تطوير ثلاث استراتيجيات MS لتحليل تعديلات هيستون التي أصبحت تُعرف باسم Bottom Up و Middle Down و Top Down. نناقش أيضًا التحديات والحلول المبتكرة لتوصيف وقياس الأنواع المتساوية الضغط المعقدة الناشئة عن تعديلات متعددة على نفس جزيء هيستون.


مراجع

Ambler، R.P & amp Rees، M. W. Epsilon-N-methyl-lysine في بروتين سوط بكتيري. طبيعة سجية 184, 56–57 (1959).

Murray ، K. حدوث إبسيلون- N- ميثيل ليسين في الهستونات. الكيمياء الحيوية 3, 10–15 (1964).

Burnett، G. & amp Kennedy، E. P. الفسفرة الأنزيمية للبروتينات. J. بيول. تشيم. 211, 969–980 (1954).

Eckhart ، W. ، Hutchinson ، M.A & amp Hunter ، T. نشاط فسفرة التيروزين في المستضدات المناعية للمستضد T متعدد الورم. زنزانة 18, 925–933 (1979).

Strahl، B. & amp Allis، C. لغة تعديلات هيستون التساهمية. طبيعة سجية 403, 41–45 (2000).

Greer، E.L & amp Shi، Y. هيستون مثيلة: علامة ديناميكية في الصحة والمرض والوراثة. القس الطبيعة جينيه. 13, 343–357 (2012).

Zhou ، V. W. ، Goren ، A. & amp Bernstein ، B. E. رسم تعديلات هيستون والتنظيم الوظيفي لجينومات الثدييات. القس الطبيعة. السرطان 12, 7–18 (2011).

بيرجر ، س. ل. اللغة المعقدة لتنظيم الكروماتين أثناء النسخ. طبيعة سجية 447, 407–412 (2007).

بارسكي ، إيه وآخرون. التنميط عالي الدقة لميثيلات هيستون في الجينوم البشري. زنزانة 129, 823–837 (2007).

كاو ، ر. وآخرون. دور مثيلة هيستون H3 ليسين 27 في إسكات مجموعة Polycomb. علم 298, 1039–1043 (2002).

Esteller ، M. علم الوراثة الوراثي للسرطان: ميثيل الحمض النووي وخرائط تعديل هيستون. القس الطبيعة جينيه. 8, 286–298 (2007).

Fuks ، F. مثيلة الحمض النووي وتعديلات الهيستون: التعاون لإسكات الجينات. بالعملة. رأي. جينيه. ديف. 15, 490–495 (2005).

Paik ، W. K. ، Paik ، D.C & amp Kim ، S. مراجعة تاريخية: مجال مثيلة البروتين. اتجاهات Biochem. علوم. 32, 146–152 (2007).

Lake، A.N & amp Bedford، M. T. مثيلة البروتين وإصلاح الحمض النووي. موتات. الدقة. 618, 91101 (2007).

سميث ، ب. سي & أمب دينو ، ج.م.الآليات الكيميائية لتعديلات هيستون ليسين وأرجينين. بيوكيم. بيوفيز. اكتا 1789, 45–57 (2008).

Bedford، M. & amp Richard، S. Arginine methylation: منظم ناشئ لوظيفة البروتين. مول. زنزانة 18, 263–272 (2005).

Chen، C.، Nott، T. J.، Jin، J. & amp Pawson، T. Deciphering arginine methylation: Tudor يروي الحكاية. القس الطبيعة مول. زنزانة. بيول. 12, 629–642 (2011).

موران ، إم إف وآخرون. مجالات التماثل Src 2 مجالات تفاعلات البروتين البروتين المباشرة في نقل الإشارة. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 87, 8622–8626 (1990).

مارينجير ، إل إي. وآخرون. تم تعديل خصوصية مجال SH2 ونشاطه بواسطة وحدة بنائية واحدة. طبيعة سجية 369, 502–505 (1994).

تشو ، إم إم وآخرون. الأساس الهيكلي للتعرف على مستقبلات الفوسفوببتيد IL-4 بواسطة مجال IRS-1 PTB. هيكل الطبيعة. بيول. 3, 388–393 (1996).

زينج ، واي وآخرون. التنظيم الزمني لشبكات إشارات EGF بواسطة بروتين السقالة Shc1. طبيعة سجية 499, 166–171 (2013).

Lu ، R. & amp Wang ، G.G Tudor: عائلة متعددة الاستخدامات من `` قراء '' مثيلة الهيستون. اتجاهات Biochem. علوم. 38, 546–555 (2013).

Black، J.C، Van Rechem، C. & amp Whetstine، J.R Histone lysine methylation dynamics: التأسيس والتنظيم والتأثير البيولوجي. مول. زنزانة. 48, 491–507 (2012).

لاتشنر ، إم وآخرون. تقوم ميثيل هيستون H3 ليسين 9 بإنشاء موقع ربط لبروتينات HP1. طبيعة سجية 410, 116–120 (2001).

غاياتري ، S. & amp Bedford ، M. T. قراء علامات هيستون ميثيلارجينين. بيوكيم. بيوفيز. اكتا 1839, 702–710 (2014).

كاشيرسكايا ، إ. وآخرون. دور التعرف على مجال tudor 53BP1 لـ p53 ثنائي الميثيل في ليسين 382 في إشارات تلف الحمض النووي. J. بيول. تشيم. 283, 34660–34666 (2008).

هوانغ ، جيه وآخرون. يتم تنظيم p53 بواسطة lysine demethylase LSD1. طبيعة سجية 449, 105–108 (2007).

شي ، واي وآخرون. إزالة ميثيل الهيستون بوساطة متماثل أمين أوكسيديز النووي LSD1. زنزانة 119, 941–953 (2004).

سبانهوف ، إيه وآخرون. الإمكانات العلاجية الناشئة لمثبطات هيستون ميثيل ترانسفيراز ومثبطات ديميثيلاز. تشيم. ميد. تشيم. 4, 1568–1582 (2009).

اروسميث ، سي إتش وآخرون. عائلات البروتين الجيني: حدود جديدة لاكتشاف الأدوية. القس الطبيعة. اكتشاف المخدرات. 11, 384–400 (2012).

Yang، Y. & amp Bedford، M. T. Protein arginine methyltransferases and cancer. القس الطبيعة. السرطان 13, 37–50 (2013).

سالسيني ، أ. إي وآخرون. يعد تكوين مجمعات Shc-Grb2 ضروريًا للحث على التحول الورمي عن طريق الإفراط في التعبير عن بروتينات Shc. الأورام 9, 2827–2836 (1994).

Steen، H.، Kuster، B.، Fernandez، M.، Pandey، A. & amp Mann، M. رسم خرائط فسفرة التيروزين لمسار إشارات مستقبل عامل نمو البشرة. J. بيول. تشيم. 277, 1031–1039 (2002).

تشانغ ، جي وآخرون. رسم خرائط مطياف الكتلة لفسفرة مستقبلات عامل نمو البشرة المتعلق بالطفرات السرطانية وحساسية مثبط التيروزين كيناز. J. بروتيوم الدقة. 10, 305–319 (2011).

جرير ، إي إل وآخرون. تنظم شبكة مثيلة هيستون الذاكرة اللاجينية عبر الأجيال في C. ايليجانس. مندوب الخلية. 7, 113–126 (2014).

Valekunja، U. K. et al. يساهم هيستون ميثيل ترانسفيراز MLL3 في النسخ اليومي على نطاق الجينوم. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 110, 1554–1559 (2013).

دامي ، ج.ك وآخرون. الميثيل الديناميكي لـ Numb بواسطة Set8 ينظم ارتباطه بـ p53 وموت الخلايا المبرمج. مول. زنزانة 50, 565–576 (2013).

ليو ، هـ وآخرون. تحدد طريقة لرسم الخرائط المنهجية لميثيل ليسين البروتين وظائف HP1 في استجابة تلف الحمض النووي. مول. زنزانة. 50, 723–735 (2013). تصف هذه الورقة طريقة جديدة لتحديد البروتينات الميثيلية Lys التي تجمع بين chromodomain المنسدلة ومصفوفات الببتيد والمعلوماتية الحيوية وقياس الطيف الكتلي.

كارلسون ، إس إم وآخرون. التخصيب على مستوى البروتين للبروتينات المعدلة بواسطة مثيلة ليسين. الطبيعة بروتوك. 9, 37–50 (2014).

لي ، تي واي وآخرون. تحديد وتوصيف المواقع الميثلة ليسين على الهستونات والبروتينات غير هيستون. حاسوب. بيول. تشيم. 50, 11–18 (2014).

شي ، كيو وآخرون. التنظيم بوساطة المثيلة لـ E2F1 في موت الخلايا الناجم عن تلف الحمض النووي. ياء الاستقبال. تحويل الإشارة. الدقة. 31, 139–146 (2011).

ليفي ، د. وآخرون. مثيلة Lysine للوحدة الفرعية NF-B RelA بواسطة SETD6 تزاوج نشاط هيستون ميثيل ترانسفيراز GLP عند الكروماتين إلى قمع منشط لإشارات NF-B. طبيعة إمونول. 12, 29–36 (2011).

بوتويان ، إم في وآخرون. الأساس الهيكلي للتعرف الخاص بحالة المثيلة على هيستون H4-K20 بواسطة 53BP1 و Crb2 في إصلاح الحمض النووي. زنزانة 127, 1361–1373 (2006).

مازور ، ب.ك.وآخرون. يربط SMYD3 مثيلة ليسين لـ MAP3K2 بالسرطان الذي يحركه راس. طبيعة سجية 510, 283–287 (2014). تشير هذه الورقة إلى أن Lys methylation يمكن أن ينظم بشكل إيجابي إشارات MAPK في السرطانات المعتمدة على K-RAS.

Boisvert، F. M.، Rhe، A.، Richard، S. & amp Doherty، A. J. دورة الخلية 4, 1834–1841 (2005).

Huyen ، واي وآخرون. يستهدف ليسين الميثيل 79 من هيستون H3 53BP1 لفواصل الحمض النووي المزدوجة. طبيعة سجية 432, 406–411 (2004).

توزون ، سي تي وآخرون. تنظم الأنشطة المنسقة لـ H4K20 methyltransferases المتميزة في فواصل الحمض النووي المزدوجة الخيطية تنوي 53BP1 والإصلاح الموجه من NHEJ. مندوب الخلية. 8, 430–438 (2014).

ساندرز ، S. L. وآخرون. تتحكم مثيلة هيستون H4 ليسين 20 في توظيف Crb2 في مواقع تلف الحمض النووي. زنزانة 119, 603–614 (2004).

شوداري ، سي وآخرون. يربط المشهد المتنامي للأسيتيل ليسين عملية التمثيل الغذائي وإشارات الخلية. القس الطبيعة مول. زنزانة. بيول. 15, 536–550 (2014).

جو ، إيه وآخرون. تخصيب الانجذاب المناعي وتحليل الطيف الكتلي لمثيلة البروتين. مول. بروتين الخلية. 13, 372–387 (2014).

هورنبيك ، ب.ف.آخرون. PhosphoSitePlus: مورد شامل للتحقيق في بنية ووظيفة التعديلات اللاحقة للترجمة التي تم تحديدها تجريبياً في الإنسان والفأر. الدقة الأحماض النووية. 40، D261 – D270 (2012).

مور ، ك.إي وآخرون. استراتيجية تقارب جزيئي عامة للكشف العالمي والتحليل البروتيني لميثيل ليسين. مول. زنزانة 50, 444–456 (2013). تصف هذه الدراسة استخدام مجال ربط الميثيل 3xMBT لإثراء بروتينات Lys-methylated لتحديدها عن طريق قياس الطيف الكتلي.

بريمانج ، إم وآخرون. تحديد وتوصيف الليسين والأرجينين الميثيلين المستند إلى قياس الطيف الكتلي في البروتين البشري. مول. بيوسيست. 9, 2231–2247 (2013).

Cao، X.J، Arnaudo، A.M & amp Garcia، B. A. تحديد عالمي واسع النطاق لميثيلين ليسين البروتين في الجسم الحي. علم التخلق 8, 477–485 (2013).

اونج ، S. E. ، Mittler ، G. & amp Mann ، M. تحديد وقياس الكمي في الجسم الحي مواقع المثيلة بواسطة الميثيل الثقيل SILAC. طرق الطبيعة 1, 119–126 (2004).

وانج هـ وآخرون. التنقية والتوصيف الوظيفي للهيستون H3- ليسين 4 ميثيل ترانسفيراز. مول. زنزانة 8, 1207–1217 (2002).

تاتشيبانا ، إم وآخرون. مجموعة البروتين المحتوي على المجال ، G9a ، هو عبارة عن مادة جديدة مفضلة لليسين للثدييات هيستون ميثيل ترانسفيراز مع فرط النشاط وانتقائية محددة لليسين 9 و 27 من هيستون H3. J. بيول. تشيم. 276, 25309–25317 (2001).

وانج هـ وآخرون. مثيلة هيستون H4 في أرجينين 3 تسهل تنشيط النسخ بواسطة مستقبلات الهرمون النووي. علم 293, 853–857 (2001).

Dhayalan ، A. ، Kudithipudi ، S. ، Rathert ، P. & amp Jeltsch ، A. التحديد القائم على تحليل النوعية لأهداف المثيلة الجديدة لـ SET7 / 9 بروتين ليسين ميثيل ترانسفيراز. تشيم. بيول. 18, 111–120 (2011).

كواك ، واي.تي وآخرون. تنظم مثيلة SPT5 تفاعلها مع RNA polymerase II وخصائص استطالة النسخ. مول. زنزانة 11, 1055–1066 (2003).

Rho، J.، Choi، S.، Jung، C.R & amp Im، D. S. Arginine methylation of Sam68 and SLM Protein ينظم بشكل سلبي نشاط ربط poly (U) RNA. قوس. بيوتشيم. بيوفيز. 466, 49–57 (2007).

Swiercz ، R. ، Cheng ، D. ، Kim ، D. & amp Bedford ، M. T. بروتين الريبوسوم rpS2 ناقص الميثيل في الفئران التي تعاني من نقص PRMT3. J. بيول. تشيم. 282, 16917–16923 (2007).

كار ، إس إم وآخرون. التفاعل بين مثيلة اللايسين وفسفرة Cdk في التحكم في النمو بواسطة بروتين الورم الأرومي الشبكي. EMBO J. 30, 317–327 (2011).

مارتن ، ج وآخرون. مثيلة الأرجينين في الوحدات الفرعية لعامل الانقسام الأول للثدييات قبل الرنا المرسال. RNA 16, 1646–1659 (2010).

Moore، K. E. & amp Gozani، O. رحلة غير متوقعة: مثيلة ليسين عبر البروتين. بيوكيم. بيوفيز. اكتا http://dx.doi.org/10.1016/j.bbagrm.2014.02.008 (2014).

Zhao، Y.، Brickner، J.R، Majid، M.C & amp Mosammaparast، N. خلية الاتجاهات. بيول. 24, 426–434 (2014).

ياماغاتا ، ك وآخرون. مثيلة الأرجينين لعوامل نسخ FOXO تمنع الفسفرة بواسطة Akt. مول. زنزانة 32, 221–231 (2008).

سابباتيني ، ب. وآخرون. يقوم مفتاح H3K9 / S10 methyl-phospho بتعديل ربط Polycomb و Pol II في الجينات المكبوتة أثناء التمايز. مول. بيول. زنزانة. 25, 904–915 (2014).

Esteve ، P. O. et al. يحدد تبديل المثيلة والفسفرة بين ليسين وسيرين متجاورين استقرار DNMT1 البشري. هيكل الطبيعة. مول. بيول. 18, 42–48 (2011).

لورانس ، T. مسار العامل النووي NF-B في الالتهاب. كولد سبرينج حرب. وجهة نظر. بيول. 1، a001651 (2009).

دوران ، إيه وآخرون. الدور الأساسي لفسفرة RelA Ser311 بواسطة ζPKC في تنشيط النسخ NF-B. EMBO J. 22, 3910–3918 (2003).

تشانغ ، واي وآخرون. الأساس الهيكلي للتنظيم بوساطة SETD6 لشبكة NF-B عبر إشارات الميثيل ليسين. الدقة الأحماض النووية. 39, 6380–6389 (2011).

تاتشيبانا ، إم وآخرون. تشكل هيستون ميثيل ترانسفيرازات G9a و GLP مجمعات غير متجانسة وكلاهما ضروري لميثيل كروماتين حقيقي في H3-K9. تطوير الجينات. 19, 815–826 (2005).

مونرو ، إس وآخرون. مثيلة اللايسين تنظم بروتين pRb الكابت للورم. الأورام 29, 2357–2367 (2010).

فيشل ، دبليو وآخرون. تنظيم ارتباط الكروماتين HP1 عن طريق مثيلة هيستون H3 والفسفرة. طبيعة سجية 438, 1116–1122 (2005).

Kokura، K.، Sun، L.، Bedford، M. & amp Fang، J. Methyl-H3K9-link protein MPP8 يتوسط إسكات الجين E-cadherin ويعزز حركية الخلايا السرطانية وغزوها. EMBO J. 26, 3678–3687 (2009).

روثبارت ، س.ب. وآخرون. المرتبط بـ UHRF1 مع H3K9 الميثلي يوجه صيانة مثيلة الحمض النووي. هيكل الطبيعة. مول. بيول. 19, 1155–1160 (2012).

Migliori، V.، Phalke، S.، Bezzi، M. & amp Guccione، E. Arginine / lysine-methyl / methyl switches: الدور البيوكيميائي لميثيل هيستون أرجينين في تنظيم النسخ. علم الوراثة 2, 119–137 (2010).

Dai، C. & amp Gu، W. P53 التعديل اللاحق للترجمة: تحرير الأورام. اتجاهات مول. ميد. 16, 528–536 (2010).

يانسون ، إم وآخرون. مثيلة الأرجينين تنظم استجابة p53. خلية الطبيعة. بيول. 10, 1431–1439 (2008).

Marouco ، D. ، Garabadgiu ، A. V. ، Melino ، G. & amp Barlev ، N. A. Lysine ، تعديلات محددة لـ p53: مسألة حياة أو موت؟ Oncotarget 4, 1556–1571 (2013).

جريسون ، إن تي وآخرون. يستهدف ثنائي ميثيل H4 ليسين 20 بروتين نقطة التفتيش Crb2 لمواقع تلف الحمض النووي. J. بيول. تشيم. 283, 33168–33174 (2008).

هوانغ ، جيه وآخرون. قمع نشاط p53 بواسطة مثيلة Smyd2. طبيعة سجية 444, 629–632 (2006).

تشويكوف ، إس وآخرون. تنظيم نشاط p53 من خلال مثيلة ليسين. طبيعة سجية 432, 353–360 (2004).

روي ، س وآخرون. نظرة ثاقبة هيكلية للتعرف على p53 من خلال مجال Tudor 53BP1 الترادفي. جيه مول. بيول. 398, 489–496 (2010).

ويست ، إل إي وآخرون. تكرار MBT لربط L3MBTL1 الميثيل p53 SET8 بوساطة p53 في ليسين 382 لاستهداف قمع الجينات. J. بيول. تشيم. 285, 37725–37732 (2010).

كوي ، جي وآخرون. PHF20 هو بروتين مؤثر لـ p53 مثيلة اللايسين المزدوج الذي يستقر وينشط p53. هيكل الطبيعة. مول. بيول. 19, 916–924 (2012).

شي ، إكس وآخرون. تعديل وظيفة p53 بواسطة مثيلة SET8 بوساطة في ليسين 382. مول. زنزانة 27, 636–646 (2007).

شارما ، إيه وآخرون. يعمل Mutant V599E B-Raf على تنظيم نمو وتطور الأوعية الدموية لأورام الميلانوما الخبيثة. الدقة السرطان. 65, 241202421 (2005).

Hoeflich ، K. P. et al. مطلوب BRAF الأورام السرطانية لنمو الورم والمحافظة عليه في نماذج سرطان الجلد. الدقة السرطان. 66, 999–1006 (2006).

Andreu-Pérez، P. et al. ينظم بروتين أرجينين ميثيل ترانسفيراز 5 سعة نقل إشارة ERK1 / 2 ومصير الخلية من خلال CRAF. إشارة العلوم. 4، ra58 (2011).

هارتسو ، إي جيه وآخرون. يعزز مثيلة اللايسين تنشيط VEGFR-2 وتكوين الأوعية. علوم. الإشارة. 6، ra104 (2014). تحدد هذه الدراسة Lys methylation لـ VEGFR2 كوسيلة لتعديل نشاط كيناز وربط البروتينات التنظيمية النهائية.

هسو ، جيه إم وآخرون. التداخل بين مثيلة Arg 1175 و Tyr 1173 فسفرة يعدل بشكل سلبي تنشيط ERK بوساطة EGFR. خلية الطبيعة. بيول. 13, 174–181 (2011).

تشين ، د ، تشاو ، إم آند موندي ، جي آر بروتينات مورفوجينية العظام. عوامل النمو 22, 233–241 (2004).

Xu ، J. & amp Derynck ، R. هل تتحكم مثيلة smad6 في إشارات BMP في السرطان؟ دورة الخلية 13, 1209–1210 (2013).

ميهرا ، إيه ، وأمبير ورانا ، جي إل تي جي إف- β ومسار تحويل إشارة سماد. بيوتشيم. خلية بيول. 80, 605–622 (2002).

نجار ، D. M. ، Ke ، J. ، Zhong ، Z. ، Xu ، H. E. & amp Williams ، B. O. LRP5 و LRP6 في التنمية والمرض. اتجاهات الغدد الصماء. متعب. 24, 31–39 (2013).

MacDonald ، B. T. & amp He ، X. Frizzled ومستقبلات LRP5 / 6 لإشارات Wnt / β-catenin. كولد سبرينج حرب. وجهة نظر. بيول. 4، a007880 (2012).

Wu، D. & amp Pan، W. GSK3: كيناز متعدد الأوجه في إشارات Wnt. اتجاهات Biochem. علوم. 35, 161–168 (2010).

Stamos، J.L & amp Weis، W. L. مجمع تدمير كاتينين β. كولد سبرينج حرب. وجهة نظر. بيول. 5، a007898 (2013).

بيكافيلي ، R.K & amp Malbon ، C.C. J. خلية علوم. 125, 2446–2456 (2012).

بيكافيلي ، ر.ك.وآخرون. Dishevelled3 عبارة عن ركيزة جديدة من أرجينين ميثيل ترانسفيراز. علوم. اعادة عد. 2, 805 (2012).

Bikkavilli ، R.K & amp Malbon ، C.C. ميثيل أرجينين لـ G3BP1 استجابةً لـ Wnt3a ينظم β-catenin mRNA. J. خلية علوم. 124, 2310–2320 (2011).

Zhao، B.، Tumaneng، K. & amp Guan، K.L مسار فرس النهر هو التحكم في حجم الأعضاء وتجديد الأنسجة والتجديد الذاتي للخلايا الجذعية. خلية الطبيعة بيول. 13, 877–883 (2011).

زوا ، ب. وآخرون. إن تعطيل البروتين الورمي YAP عن طريق مسار Hippo يساهم في تثبيط التلامس الخلوي والتحكم في نمو الأنسجة. تطوير الجينات. 21, 2747–2761 (2007).

Oudhoff ، M. J. et al. السيطرة على مسار فرس النهر بواسطة مثيلة يابانية تعتمد على Set7. ديف. زنزانة 26, 188–194 (2013). تحدد هذه الدراسة مثيلة YAP بواسطة SETD7 كنقطة تفتيش في مسار إشارات Hippo.

Tang، Y. & amp Tian، X. JAK-STAT3 وإعادة برمجة الخلايا الجسدية. جاكسستات 2، e24935 (2013).

كيم ، إي وآخرون. تعمل الفسفرة في EZH2 على تنشيط إشارات STAT3 عبر مثيلة STAT3 وتعزز الأورام في الخلايا الشبيهة بالورم الأرومي الدبقي. الخلايا السرطانية 23, 839–852 (2013).

Park، I.H & amp Li، C. توصيف التعرف الجزيئي لمثبطات مجال STAT3 SH2 من خلال المحاكاة الجزيئية. جيه مول. الاعتراف. 24, 254–265 (2011).

يانج ، جيه وآخرون. مثيلة عكسية لـ STAT3 المرتبط بالمروج بواسطة إنزيمات معدلة للهيستون. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 107, 21499–21504 (2010).

Bannister، A. J. & amp Kouzarides، T. تنظيم الكروماتين بتعديلات هيستون. دقة الخلية. 21, 381–395 (2011).

Price ، B. D. & amp D'Andrea ، A. D. إعادة تشكيل الكروماتين في فواصل الحمض النووي المزدوجة. زنزانة 152, 1344–1354 (2013).

Panier، S. & amp Boulton، S.J. إصلاح الكسر المزدوج الخيط: 53BP1 يأتي في نطاق التركيز. القس الطبيعة مول. زنزانة. بيول. 15, 7–18 (2014).

ديفيس ، أ.ج. & أمبير تشن ، دي جيه.إصلاح كسر حبلا مزدوج للحمض النووي عن طريق ربط نهاية غير متماثل. ترجمة. سرطان. الدقة. 2, 130–143 (2013).

بانيير ، إس أند دوروشر ، دي. ادفع للخلف للاستجابة بشكل أفضل: تثبيط تنظيمي لاستجابة كسر الشريط المزدوج للحمض النووي. القس الطبيعة مول. زنزانة. بيول. 14, 661–672 (2013).

آكس ، ك وآخرون. يعزز AAA-ATPase VCP / p97 تجنيد 53BP1 عن طريق إزالة L3MBTL1 من فواصل الحمض النووي المزدوجة. هيكل الطبيعة. مول. بيول. 18, 1345–1350 (2011).

ماليت ، إف إيه وآخرون. التدهور المعتمد على RNF8 و RNF168 لتجنيد KDM4A / JMJD2A يؤدي إلى تجنيد 53BP1 في مواقع تلف الحمض النووي. EMBO J. 31, 1865–1878 (2012).

Polo، S. E. & amp Jackson، S.P. ديناميات بروتينات الاستجابة لتلف الحمض النووي عند فواصل الحمض النووي: التركيز على تعديلات البروتين. تطوير الجينات. 25, 409–433 (2011).

Nowsheen، S. & amp Yang، E. S. التقاطع بين استجابة تلف الحمض النووي ومسارات موت الخلايا. إكسب. اونكول. 34, 243–254 (2012).

Reinhardt، H.C & amp Schumacher، B. شبكة p53: استجابات تلف الحمض النووي الخلوية والجهازية في الشيخوخة والسرطان. اتجاهات الجينات. 28, 128–136 (2012).

Haupt، Y.، Maya، R.، Kazaz، A. & amp Oren، M. Mdm2 يعزز التدهور السريع لـ p53. طبيعة سجية 387, 296–299 (1997).

كولالوكا ، آي إن وآخرون. يتحكم NUMB في نشاط مثبط الورم p53. طبيعة سجية 451, 76–80 (2008).

عباس ، ت. وآخرون. ينظم CRL4 Cdt2 تكاثر الخلايا والتعبير الجيني للهيستون عن طريق استهداف PR-Set7 / Set8 للتدهور. مول. زنزانة 40, 9–21 (2010).

أودا ، هـ وآخرون. تنظيم هيستون H4 monomethylase PR-Set7 بواسطة CRL4 (Cdt2) المعتمد على التدهور المعتمد على PCNA أثناء تلف الحمض النووي. مول. زنزانة 40, 364–376 (2010).

فيلهلم ، إم وآخرون. مشروع البروتين البشري القائم على قياس الطيف الكتلي. طبيعة سجية 509, 582–587 (2014).

كيم ، إم إس وآخرون. مشروع خريطة البروتينات البشرية. طبيعة سجية 509, 575–581 (2014).

Picotti، P. & amp Aebersold، R. بروتينات مختارة قائمة على مراقبة التفاعل: تدفقات العمل ، والإمكانات ، والمزالق ، والاتجاهات المستقبلية. طرق الطبيعة 9, 555–566 (2012).

Aebersold، R. & amp Mann، M. البروتينات القائمة على قياس الطيف الكتلي. طبيعة سجية 422, 198–207 (2004).

بيسون ، إن وآخرون. يكشف قياس الطيف الكتلي المختار لرصد التفاعل عن ديناميكيات الإشارة من خلال محول GRB2. طبيعة التكنولوجيا الحيوية. 29, 653–658.

لي ، ل. وآخرون. التنبؤ بشبكات إشارات الفوسفوتيروزين باستخدام نهج تحديد الترابط بمساعدة مصفوفة النقاط. الدقة الأحماض النووية. 36, 3262–3273 (2008).

ميلر ، إم إل وآخرون. أطلس عزر خطي للإشارات المعتمدة على الفسفرة. علوم. الإشارة. 1، ra2 (2008).

ليندينج ، آر وآخرون. NetworKIN: مورد لاستكشاف شبكات الفسفرة الخلوية. الدقة الأحماض النووية. 36، D695-D699 (2008).

He، Y.، Korboukh، I.، Jin، J. & amp Huang، J. استهداف بروتين ليسين الميثيل ونزع الميثيل في السرطانات. اكتا بيوتشيم. بيوفيز. الخطيئة. 44, 70–79 (2012).

Varier، R.A & amp Timmers، H. T. Histone lysine methylation and demethylation pathways in cancer. بيوكيم. بيوفيز. اكتا. 1815, 75–89 (2011).

ثينيس ، سي سي وآخرون. استهداف demethylases هيستون ليسين - التقدم والتحديات والمستقبل. بيوكيم. بيوفيز. اكتا. http://dx.doi.org/10.1016/j.bbagrm.2014.05.009 (2014)


تعديلات هيستون وفرضية كود هيستون

في الخلايا حقيقية النواة ، تتراكم الجينات مع الهستونات الأساسية وبروتينات الكروموسومات الأخرى في شكل كروماتين. تتضمن وحدة التكرار الأساسية للكروماتين ، وهي النواة ، نسختين من كل من الهستونات الأربعة الأساسية H2A و H2B و H3 و H4 ملفوفة بـ 146 نقطة أساس من الحمض النووي. بمساعدة بروتينات إضافية ، بما في ذلك هيستون H1 ، يتم حزم النيوكليوسومات بشكل إضافي في ألياف 30 نانومتر مع ستة نيوكليوسومات في كل دور في ترتيب حلزوني أو ملف لولبي (Kornberg and Lorch 1999Hayes and Hansen 2001). تتكشف الألياف التي يبلغ قطرها 30 نانومتر لإنشاء قالب للنسخ ، أو ألياف أو خرز 11 نانومتر على سلسلة ، بواسطة آلية غير واضحة تمامًا. ومع ذلك ، يُعتقد أن التفتح يتضمن تعديلات ما بعد الترجمة ، ولا سيما الأسيتيل ، من ذيول هيستون الأمينية الطرفية الأساسية.

الألياف 11 نانومتر هي أيضًا قمعية للعمليات التي تتطلب وصول البروتينات إلى الحمض النووي. كشفت الدراسات الحديثة أن هناك أنواعًا مختلفة من مجمعات البروتين القادرة على تغيير الكروماتين ، وقد تعمل في سياق فسيولوجي لتعديل إمكانية الوصول إلى الحمض النووي. تشتمل إحدى العائلات على مجمعات متعددة البروتينات تستخدم الطاقة المشتقة من التحلل المائي لـ ATP لتعبئة أو تغيير بنية النيوكليوزومات (Kingston and Narlikar 1999 Vignali et al.2000). تشتمل العائلة الأخرى على مجمعات بروتينية تقوم بتعديل بولي ببتيدات هيستون تساهميًا ، بشكل أساسي داخل البقايا الموجودة في ذيول الهيستون (Wu and Grunstein 2000).

كمكون مهم في النواة ، يتكون كل هيستون من مجال منظم ثلاثي الحلزون يسمى طية هيستون وذيلين غير منظمين. على الرغم من أن ذيول الهيستون يمكن الاستغناء عنها لتكوين الجسيم النووي ، إلا أنها مطلوبة للتفاعل بين النيوكليوسوم والنيوكليوزوم (لوغر وآخرون ، 1997) ولإنشاء كروماتين قمعي نسبيًا ، يشار إليه بالكروماتين المغاير. يشار إلى الكروماتين النشط نسبيًا داخل النواة باسم كروماتين حقيقي (Grunstein et al. 1995).

ذيول هيستون الأساسية عرضة لمجموعة متنوعة من التعديلات التساهمية ، بما في ذلك الأسيتيل ، الفسفرة ، المثيلة ، والتواجد في كل مكان (الشكل 1). على الرغم من أن هذه التعديلات معروفة منذ سنوات عديدة ، إلا أن وظائفها بدأت للتو في الظهور. إن تحديد أول ناقلة أسيتيل هيستون نووي (HAT) كمتجانسة لمُنشط الخميرة النسخي Gcn5p (Brownell et al. 1996) يتوافق جيدًا مع الملاحظة السابقة التي تشير إلى ارتباط الهيستونات الأسيتيل بالجينات النشطة نسبيًا (Hebbes et al. 1988). أدت هذه النتيجة المهمة إلى دراسة مكثفة لوظيفة أستيل هيستون في تنظيم النسخ. نتيجة لذلك ، يدعم كل من الأدلة البيوكيميائية والوراثية دورًا مهمًا لأسيتيل ذيل هيستون في تنظيم النسخ. تشمل الاكتشافات المهمة ما يلي: (1) العديد من العوامل المساعدة النسخية مثل Gcn5 و p300 / CBP و PCAF و TAF250 وعائلة p160 من مُنشطات المستقبلات النووية تحتوي على نشاط HAT جوهري (Sterner and Berger 2000Roth et al. 2001). (2) مثبطات النسخ العالمية ، مثل Sin3 و NCoR / SMRT ، من بين أمور أخرى ، مرتبطة بنزع إستيلاز هيستون (HDAC Pazin and Kadonaga 1997 Kuzmichev and Reinberg 2001). (3) الأنشطة الأنزيمية لـ HAT / HDAC مطلوبة من أجل تنشيط النسخ / القمع (Hassig et al. 1998 Kadosh and Struhl 1998 Kuo et al. 1998 Wang et al. 1998). توضح هذه الدراسات مجتمعة أن أستلة ذيول الهيستون ينظم التعبير الجيني من خلال التأثير على ديناميات بنية الكروماتين. بشكل عام ، يرتبط أستلة ذيول هيستون الأساسية بفتح بنية الكروماتين للسماح بالنسخ.

مواقع التعديلات اللاحقة للترجمة على ذيول هيستون. تشمل التعديلات الموضحة الأستلة (أرجواني) ، والميثلة (الأحمر) ، والفسفرة (الأخضر) ، والانتشار (البرتقالي). لاحظ أن Lys 9 في ذيل H3 يمكن أن يكون إما أستلة أو ميثليته.

بالإضافة إلى الأسيتيل ، تم إحراز تقدم مهم أيضًا في دراسات الأنواع الأخرى من التعديلات التساهمية بما في ذلك الفسفرة للهيستون H3 في Ser10 (H3-S10) ومثيلة الهيستونات H3 و H4. تكشف الدراسات بشكل جماعي عن تفاعل معقد بين التعديلات التساهمية المختلفة التي تحدث على ذيول الهيستون. تدعم هذه الدراسات بشكل جماعي فرضية كود هيستون (Strahl and Allis 2000). تتنبأ هذه الفرضية بأن التعديل الموجود مسبقًا يؤثر على التعديلات اللاحقة على ذيول الهيستون وأن هذه التعديلات تعمل كعلامات لتوظيف البروتينات المختلفة أو مجمعات البروتين لتنظيم وظائف الكروماتين المتنوعة ، مثل التعبير الجيني وتكرار الحمض النووي وفصل الكروموسوم. أدناه ، نراجع التقدم الأخير في مثيلة هيستون وعلاقتها بتنظيم النسخ.


الأدوار الوظيفية لتعديل الهيستون ، وإعادة تشكيل الكروماتين ، و MicroRNAs في تطور زهرة الأرابيدوبسيس

3.1 آلية مجمع إعادة تشكيل الكروماتين

مجمعات إعادة تشكيل الكروماتين المعتمدة على ATP هي مجمعات متعددة الوحدات تعمل على تغيير تفاعل DNA-هيستون باستخدام التحلل المائي لـ ATP (Varga-Weisz ، 2001). يزعزع المركب استقرار الهياكل النووية عن طريق إدخال الالتواء الحلزوني الفائق في الحمض النووي ، وقد تكون النتيجة النهائية هي تغيير مواقع الجسيمات النووية ، وتعديل الهيستون ، و / أو إزالة الهيستون. في النهاية ، سيؤثر هذا على إمكانية الوصول إلى الحمض النووي النووي.

واحدة من الفئات الرئيسية لكروماتين إعادة تشكيل ATPases في أرابيدوبسيس هي مجمعات SWI / SNF. ال أرابيدوبسيس يشفر الجينوم أكثر من 40 بروتينًا شبيهًا بـ SNF2 ، بما في ذلك PICKLE (PKL) و DDM1 و SPLAYED (SYD) (Jarillo et al. ، 2009 Reyes et al. ، 2002).


مراجع

Allis CD ، Jenuwein T ، Reinberg D: علم التخلق. 2007 ، نيويورك: مطبعة كولد سبرينغ هاربور.

Fuchs J ، Demidov D ، Houben A ، Schubert I: أنماط تعديل هيستون الكروموسومات - من الحفظ إلى التنوع. اتجاهات نباتية. 2006 ، 11: 199-208. 10.1016 / j.tplants.2006.02.008.

Johnson L، Mullah S، Garcia BA، Muratore TL، Shabanowitz J، Hunt DF، Jacobsen SE: تحليل قياس الطيف الكتلي لأرابيدوبسيس هيستون H3 يكشف عن مجموعات متميزة من التعديلات اللاحقة للترجمة. الدقة الأحماض النووية. 2004 ، 32: 6511-6518. 10.1093 / نار / gkh992.

Marino-Ramirez L، Kann MG، Shoemaker BA، Landsman D: هيكل هيستون واستقرار النواة. خبير تقييم البروتيوميات. 2005 ، 2: 719-729. 10.1586 / 14789450.2.5.719.

Kouzarides T: تعديلات الكروماتين ووظيفتها. زنزانة. 2007 ، 128: 693-705. 10.1016 / j.cell.2007.02.005.

Simon MD ، Chu F ، Racki LR ، de la Cruz CC ، Burlingame AL ، Panning B ، Narlikar GJ ، Shokat KM: التثبيت الخاص بالموقع لنظائر ميثيل ليسين في هيستونات مؤتلفة. زنزانة. 2007 ، 128: 1003-1012. 10.1016 / j.cell.2006.12.041.

خراسانيزاده س: النواة: من التنظيم الجينومي إلى التنظيم الجينومي. زنزانة. 2004 ، 116: 259-272. 10.1016 / S0092-8674 (04) 00044-3.

Komili S ، Silver PA: الاقتران والتنسيق في عمليات التعبير الجيني: عرض بيولوجيا الأنظمة. نات ريف جينيت. 2008 ، 9: 38-48. 10.1038 / nrg2223.

Berger SL: اللغة المعقدة لتنظيم الكروماتين أثناء النسخ. طبيعة سجية. 2007 ، 447: 407-412. 10.1038 / Nature05915.

Li B ، Carey M ، Workman JL: دور الكروماتين أثناء النسخ. زنزانة. 2007 ، 128: 707-719. 10.1016 / j.cell.2007.01.015.

Schübeler D ، MacAlpine DM ، Scalzo D ، Wirbelauer C ، Kooperberg C ، van Leeuwen F ، Gottschling DE ، O'Neill LP ، Turner BM ، Delrow J ، Bell SP ، Groudine M: نمط تعديل الهيستون للجينات النشطة التي تم الكشف عنها من خلال الجينوم- تحليل كروماتين واسع لحقيقية النواة أعلى. تطوير الجينات. 2004 ، 18: 1263-1271. 10.1101 / جاد 1198204.

Li B ، Carey M ، Workman JL: دور الكروماتين أثناء النسخ. زنزانة. 2007 ، 128: 707-719. 10.1016 / j.cell.2007.01.015.

ناكاياما جي ، رايس جي سي ، ستراهل بي دي ، أليس سي دي ، غريوال سي: دور مثيلة هيستون H3 ليسين 9 في التحكم اللاجيني للتجمع الهيتروكروماتين. علم. 2001 ، 292: 110-113. 10.1126 / العلوم .1060118.

Johnson L، Cao X، Jacobsen S: التفاعل بين علامتين لاجينيتين. مثيلة الحمض النووي وميثلة هيستون H3 ليسين 9. كور بيول. 2002 ، 12: 1360-1367. 10.1016 / S0960-9822 (02) 00976-4.

Schotta G، Ebert A، Krauss V، Fischer A، Hoffmann J، Rea S، Jenuwein T، Dorn R، Reuter G: الدور المركزي لـ Drosophila SU (VAR) 3–9 في هيستون H3-K9 مثيلة وإسكات الجين متغاير اللون. EMBO J. 2002 ، 21: 1121-1131. 10.1093 / emboj / 21.5.1121.

Soppe WJ ، و Jasencakova Z ، و Houben A ، و Kakutani T ، و Meister A ، و Huang MS ، و Jacobsen SE ، و Schubert I ، و Fransz PF: يتحكم مثيلة الحمض النووي في هيستون H3 ليسين 9 وتجميع الهيتروكروماتين في الأرابيدوبسيس. EMBO J. 2002، 21: 6549-6559. 10.1093 / emboj / cdf657.

Zhang K ، Sridhar VV ، Zhu J ، Kapoor A ، Zhu JK: أنماط التعديل اللاحق للهيستون المميزة في Arabidopsis thaliana. بلوس واحد. 2007 ، 2: e1210-10.1371 / journal.pone.0001210.

Bergmuller E ، Gehrig PM ، Gruissem W: توصيف التعديلات اللاحقة للترجمة لمتغيرات هيستون H2B المعزولة من Arabidopsis thaliana. J بروتيوم ريس. 2007 ، 6: 3655-3668. 10.1021 / pr0702159.

تشانغ العاشر: المناظر الطبيعية اللاجينية للنباتات. علم. 2008 ، 320: 489-492. 10.1126 / العلوم .1153996.

Chen ZJ ، Tian L: أدوار أسيتيل هيستون الديناميكي والقابل للانعكاس في تطوير النبات وتعدد الصبغيات. Biochim Biophys Acta. 2007 ، 1769: 295-307.

Schmitz RJ ، Sung S ، Amasino RM: ميثيل هيستون أرجينين مطلوب لإسكات التخلّق اللاجيني الناجم عن FLC في فصل الشتاء السنوي Arabidopsis thaliana. Proc Natl Acad Sci USA. 2008 ، 105: 411-416. 10.1073 / pnas.0710423104.

He Y, Michaels SD, Amasino RM: Regulation of flowering time by histone acetylation in Arabidopsis. علم. 2003, 302: 1751-1754. 10.1126/science.1091109.

Xu L, Zhao Z, Dong A, Soubigou-Taconnat L, Renou JP, Steinmetz A, Shen WH: Di- and tri- but not mono-methylation on histone H3 Lysine 36 marks active transcription of genes involved in flowering time regulation and other processes in Arabidopsis thaliana. مول الخلية بيول. 2008, 28: 1348-1360. 10.1128/MCB.01607-07.

Pien S, Fleury D, Mylne JS, Crevillen P, Inzé D, Avramova Z, Dean C, Grossniklaus U: ARABIDOPSIS TRITHORAX1 Dynamically Regulates FLOWERING LOCUS C Activation via Histone 3 Lysine 4 Trimethylation. الخلية النباتية. 2008, 20: 580-588. 10.1105/tpc.108.058172.

He Y, Amasino RM: Role of chromatin modification in flowering-time control. Trends Plant Sci. 2005, 10: 30-35. 10.1016/j.tplants.2004.11.003.

Sokol A, Kwiatkowska A, Jerzmanowski A, Prymakowska-Bosak M: Up-regulation of stress-inducible genes in tobacco and Arabidopsis cells in response to abiotic stresses and ABA treatment correlates with dynamic changes in histone H3 and H4 modifications. Planta. 2007, 227: 245-254. 10.1007/s00425-007-0612-1.

Houben A, Demidov D, Caperta AD, Karimi R, Agueci F, Vlasenko L: Phosphorylation of histone H3 in plants – a dynamic affair. Biochim Biophys Acta. 2007, 1769: 308-315.

Xu CR, Liu C, Wang YL, Li LC, Chen WQ, Xu ZH, Bai SN: Histone acetylation affects expression of cellular patterning genes in the Arabidopsis root epidermis. Proc Natl Acad Sci USA. 2005, 102: 14469-14474. 10.1073/pnas.0503143102.

Jenuwein T, Allis CD: Translating the histone code. علم. 2001, 293: 1074-1080. 10.1126/science.1063127.

Arabidopsis Genome Initiative: Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana. طبيعة سجية. 2000 ، 408: 796-815. 10.1038 / 35048692.

McKittrick E, Gafken PR, Ahmad K, Henikoff S: Histone H3.3 is enriched in covalent modifications associated with active chromatin. Proc Natl Acad Sci USA. 2004, 101: 1525-1530. 10.1073/pnas.0308092100.

Barski A, Cuddapah S, Cui K, Roh TY, Schones DE, Wang Z, Wei G, Chepelev I, Zhao K: High-resolution profiling of histone methylations in the human genome. زنزانة. 2007, 129: 823-837. 10.1016/j.cell.2007.05.009.

Earley KW, Shook MS, Brower-Toland B, Hicks L, Pikaard CS: In vitro specificities of Arabidopsis co-activator histone acetyltransferases: implications for histone hyperacetylation in gene activation. Plant J. 2007, 52: 615-626. 10.1111/j.1365-313X.2007.03264.x.

Zhu J, Jeong JC, Zhu Y, Sokolchik I, Miyazaki S, Zhu JK, Hasegawa PM, Bohnert HJ, Shi H, Yun DJ, Bressan RA: Involvement of Arabidopsis HOS15 in histone deacetylation and cold tolerance. Proc Natl Acad Sci USA. 2008, 105: 4945-4950. 10.1073/pnas.0801029105.

Sanders SL, Portoso M, Mata J, Bahler J, Allshire RC, Kouzarides T: Methylation of histone H4 Lysine 20 controls recruitment of Crb2 to sites of DNA damage. زنزانة. 2004, 119: 603-614. 10.1016/j.cell.2004.11.009.

Ng HH, Ciccone DN, Morshead KB, Oettinger MA, Struhl K: Lysine-79 of histone H3 is hypomethylated at silenced loci in yeast and mammalian cells: a potential mechanism for position-effect variegation. Proc Natl Acad Sci USA. 2003, 100: 1820-1825. 10.1073/pnas.0437846100.

Li B, Howe L, Anderson S, Yates JR, Workman JL: The Set2 histone methyltransferase functions through the phosphorylated carboxyl-terminal domain of RNA polymerase II. J بيول كيم. 2003, 278: 8897-8903. 10.1074/jbc.M212134200.

Bastow R, Mylne JS, Lister C, Lippman Z, Martienssen RA, Dean C: Vernalization requires epigenetic silencing of FLC by histone methylation. طبيعة سجية. 2004, 427: 164-167. 10.1038/nature02269.

Jansen LE, Black BE, Foltz DR, Cleveland DW: Propagation of centromeric chromatin requires exit from mitosis. J Cell Biol. 2007, 176: 795-805. 10.1083/jcb.200701066.

Bernstein E, Hake SB: The nucleosome: a little variation goes a long way. Biochem Cell Biol. 2006, 84: 505-517. 10.1139/O06-085.

Ahmad K, Henikoff S: Histone H3 variants specify modes of chromatin assembly. Proc Natl Acad Sci USA. 2002, 99 (Suppl 4): 16477-16484. 10.1073/pnas.172403699.

Hake SB, Garcia BA, Duncan EM, Kauer M, Dellaire G, Shabanowitz J, Bazett-Jones DP, Allis CD, Hunt DF: Expression patterns and post-translational modifications associated with mammalian histone H3 variants. J بيول كيم. 2006, 281: 559-568. 10.1074/jbc.M509266200.

Calikowski TT, Meier I: Isolation of nuclear proteins. طرق Mol Biol. 2006, 323: 393-402.

Shechter D, Dormann HL, Allis CD, Hake SB: Extraction, purification and analysis of histones. نات بروتوك. 2007, 2: 1445-1457. 10.1038/nprot.2007.202.

Offermann S, Dreesen B, Horst I, Danker T, Jaskiewicz M, Peterhansel C: Developmental and environmental signals induce distinct histone acetylation profiles on distal and proximal promoter elements of the C4-Pepc gene in maize. علم الوراثة. 2008, 179: 1891-1901. 10.1534/genetics.108.087411.

Kim JM, To TK, Ishida J, Morosawa T, Kawashima M, Matsui A, Toyoda T, Kimura H, Shinozaki K, Seki M: Alterations of lysine modifications on the histone H3 N-tail under drought stress conditions in Arabidopsis thaliana. فيسيول الخلية النباتية. 2008, 49: 1580-1588. 10.1093/pcp/pcn133.

Wang X, Zhang Y, Ma Q, Zhang Z, Xue Y, Bao S, Chong K: SKB1-mediated symmetric dimethylation of histone H4R3 controls flowering time in Arabidopsis. EMBO J. 2007, 26: 1934-1941. 10.1038/sj.emboj.7601647.


نتائج

Cell Lines and Treatments.

Federally registered human ES cell lines H1, H7, and H9 and human fibroblasts IMR90 (a model for fully differentiated, noncancerous cells) were used in this study. Treatment with 12-ا-tetradecanoylphorbol-13-acetate (TPA), a potent differentiation agent, induced a rapid (within 24 h) epithelial–mesenchymal transition and a drastic change in ES cell morphology [supporting information (SI) Fig. 4]. In contrast to the control human ES cell sample, single cells are readily distinguished with nuclei that are smaller and darker further, cells are spread throughout the growth surface rather than remaining in tight colonies. Fibroblast morphology was unchanged (data not shown). To determine on a molecular level whether cells had retained pluripotency, treated and control samples were immunostained by using an anti-Oct4 antibody and analyzed by flow cytometry (Oct4 is an established marker for pluripotency SI Fig. 4). An anti-IgG antibody was included as a control for nonspecific binding. Untreated human ES cells stained positive for Oct4, whereas TPA-treated cells (72 h) showed no appreciable signal above the anti-IgG control.

Isoform Identification.

After isolation from cells and HPLC purification, harvested histone H4 was digested by using endoproteinase AspN and loaded onto a nanoflow reversed-phase capillary column (nHPLC) and gradient-eluted into either a linear ion trap-orbitrap hybrid MS (for accurate mass measurement) or an ETD-enabled linear ion trap MS (for PTM site localization). The orbitrap MS achieved high resolution and recorded the mass of the peptide/protein ion to within ≈3 ppm error. Such mass accuracy allowed for both the assignment of the various modified isoforms of H4 and for isoform quantification. رسم بياني 1 أ displays the chromatographic separation of the intact N-terminal tail of H4. Several distinctly modified forms of this 23-residue peptide were observed. The major species are mono-, di-, and triacetylated however, tetra-, penta-, and nonacetylated versions were also detected. Note these chromatographic peaks are broad and seemingly unresolved. The peak broadening is not, however, a result of poor chromatography, instead it results from a number of different positional isoforms eluting within each major group. For example, the diacetylated peak contains peptides with varying location of acetylation (i.e., N terminus plus either K5, K8, K12, or K16).

Method for analysis of histone H4 N-terminal tail (residues 1–23) combinational codes. (أ) Display of the nHPLC chromatogram and the associated N-terminal peptides. (ب) Demonstration of the high mass accuracy mass spectra resulting from the pentaacetylated peak. This low-level peak displays four different isoforms: non-, mono-, di-, and trimethylated versions. (ج) Depiction of ETD-MS/MS analysis of the dimethylated, pentaacetylated species. This spectrum reveals that K5, K8, K12, K16, and the N terminus are acetylated but K20 is dimethylated in this peptide.

As these peptides elute, their mass is recorded with high accuracy by using the orbitrap. رسم بياني 1 ب displays the peptide ion م/z values that comprise the low-level penta-acetylated peak. Even for this low-abundance isoform, four unique methylation states are observed: non-, mono-, di-, and trimethylated. The mass accuracy afforded by the orbitrap allowed us to distinguish precisely which modifications are present for example, we could discriminate trimethylation from acetylation, a difference of 0.03638 Da. With this information we determined the overall number of histone H4 isomers, but had no knowledge of where each of these identified modifications reside or how many permutations within each isoform exist. To obtain this information we performed ETD MS/MS. رسم بياني 1 ج displays ETD MS/MS single-scan analysis of the penta-acetyl, dimethyl-containing H4 tail (≈500 ms per scan). From the near-complete fragmentation we localized acetylation on K5, K8, K12, and K16 combined with dimethylation of K20. This process was repeated for each isoform until the locations of all PTMs were assigned.

Using this approach, we characterized the histone H4 tail isoforms found in three human ES cell lines (H1, H7, and H9) and one somatic cell line (fibroblast, IMR90). From these data we have identified 74 unique combinatorial PTM codes occurring on histone H4. Fig. 2 presents a graphical display of these codes—to our knowledge it is the most comprehensive list of histone H4 isoforms compiled to date by nearly an order of magnitude (21). The modifications we identified include N-terminal acetylation, phosphorylation of S1, mono- or dimethylation of R3, acetylation of K5, K8, K12, and K16, and mono-, di-, or trimethylation of K20. All of these modifications were previously known to exist the combinatorial PTM patterns they exhibited were not.

Map of the 74 histone H4 combinational codes detected in human ES cells (cell line H1). Bracketed isoforms are positional isomers that coeluted and the corresponding percentages indicate the amount of this whole set (i.e., the global isoform percentage, GP). Shown in the right-hand column (Isomer Quant) is the amount of each positional isomer for each of these subsets. For instance, four diacetylated tails were detected and these four forms constituted 10% of the H4 population. By use of ETD-MS/MS we assigned the percentages of the four forms as 17, 6, 11, and 63. This means that the H4 tail having both the N terminus and K16 acetylated constitutes ≈6.3% of the entire histone H4 population in control human ES cells (0 h). Also shown are the percentages of each form at the 15 and 30 h TPA treatment time points. NA indicates either that (أنا) that form was present in that particular sample at levels that were too low to acquire reliable ETD data or (ثانيا), in the case of triacetylated forms, that the combinations of modifications make it mathematically impossible to quantify coeluting isomers. All triacetylated isoforms were sequenced manually.

Global Isoform Quantification.

To compare histone H4 isoform populations between many different samples and cell lines we developed a label-free quantification method. Here, peak areas corresponding to individual histone H4 isoforms were determined and divided by the sum of the peak areas corresponding to all H4 isoforms, a methodology pioneered by Kelleher وآخرون. (21). We refer to the resulting percentage as the global isoform percentage (GP). By using GPs it was possible to compare relative amounts of histone H4 isoforms in any number of different samples. Sometimes isomers having the same nominal mass, and thus م/z values, coeluted (e.g., diacetylated tails that vary only in the location of the acetyl groups) so that a single GP represents this entire population. In such cases, we used our ETD experiment to determine what percentage of each coeluting isomer was present (details below). The GP approach was validated by synthesizing histone H4 tails corresponding to the first 23 amino acids of histone H4, the same peptide observed after endoproteinase AspN digestion, that differed only in number of acetylated lysine residues (Fig. 3 أ). The peptides were then mixed in known ratios and analyzed as described earlier. From Fig. 3 أ we observe a linear response that correlates well (ص 2 = 0.9958 for ratios up to and including 1:100) to the expected with a linear dynamic range in excess of 1:100 and a dynamic range of ≈1:10,000 (e.g., one fmol of one form detected in the presence of 10 pmol, each, of three others). When mixed in ratios of 1:1 to 1:100 the average difference between observed and expected values was 3% (standard deviation = 2%). This window of error compares favorably with stable isotope-based quantification methods. For example, isobaric tagging reagents, iTRAQ, are reported to have an error <6%, with standard deviations <23% (31).

Quantification of histone H4 isoforms. (أ) Four synthetic H4 tails varying in the number of acetylation sites were prepared, mixed in known ratios, and analyzed by MS. These data show that a linear response that matches closely with the theoretical (solid line). Three technical replicates of each mixture were performed resulting in three observed GPs for each expected GP. (ب) Positional isomer quantification was validated by use of two synthetic tails having the same number of modifications, but only varying in placement. Here, the c- and z-type ion fragments generated by ETD are used to localize and quantify the relative amounts of each. Each data point represents the average of three or four consecutive ion ratios. Although there is a certain amount of systematic error as the ratio of K16Ac to K5Ac is increased, a good linearity is observed as the ratios are varied.

Analysis of GPs revealed that human ES cells from three different cell lines (H1, H7, and H9) were enriched in isoforms bearing activating marks (e.g., acetylation) when compared with somatic control cells (fibroblast, IMR90). Two of these human ES cell lines (H1 and H9) were treated with TPA to induce differentiation and the histone H4 isoforms were examined at variable TPA-treatment time points. As a control we repeated the same TPA treatment time course with fibroblast cells. Across all three human ES cell lines 20.0% (standard error = 1.0%) of the histone H4 population was hyperacetylated (3, 4, or 5 acetylations), whereas only 6.0% (standard error = 0.5%) of the H4 tails exhibited such marks in fibroblasts. Moreover, after 30 h of TPA treatment, the percentage of hyperacetylated histone H4 decreased to levels similar to those seen in the fibroblast samples—8.0% (standard error = 1.7%). Consistent with the acetylation results, all three human ES cell lines exhibited high levels of isoforms that lacked silencing marks (e.g., K20 dimethylation, SI Fig. 5ب ). Unmethylated isoforms constituted 19.5% (standard error = 0.5%) of the histone H4 population among human ES cells, compared with only 2.09% (standard error = 0.05%) in the fibroblast samples. After TPA treatment the amount of these forms was considerably reduced and closely matched that found in fibroblasts. As the human ES cells progressed through differentiation the abundance of the unmethylated forms continuously decreased and by 75 h of TPA treatment only 0.40% (standard error = 0.01%) of the histone H4 population remained unmethylated. A concomitant increase in the di- and trimethylated isoform of histone H4 was observed (SI Fig. 5 د و ه ). SI Fig. 5أ displays the expression of Oct4, a pluripotency marker, as measured by quantitative PCR during TPA treatment. It is intriguing that the methylation of H4K20 occurs on a time scale that correlates precisely with the decision to exit the pluripotent state.

Quantification of Coeluting, Positional Isomers.

For coeluting isoforms who share the same nominal mass, but only differ in the placement of modifications (i.e., positional isomers), we adapted an MS/MS-based quantification strategy (SI Fig. 6) to accommodate ETD-MS/MS spectra of chromatographed peptides (21). The relative ratios of the unmodified-to-modified peak areas for each fragment ion were used to construct a series of linear equations that were solved simultaneously by least squares regression analysis. We validated this method by using synthetic peptides as depicted in Fig. 3 ب. Here, two positional isomers of histone H4 tail (H41–23) were mixed in known ratios and fragmented simultaneously by using ETD-MS/MS. Ratios of fragment ions distinguishing the two species were then compared with expected ratios (Fig. 3 ب) observed ratios matched closely with expected values. The average difference between observed and expected values was 7% (standard deviation = 5%). We used this approach to calculate the abundance of each of the 74 histone H4 isoforms presented in Fig. 2 (Isomer Quant column).

Evaluation of coeluting positional isomers from human ES cells (H1) over the TPA treatment time course revealed that the ratio of trimethylated K20 (K20me3) to monomethylated R3 (R3me1) increased with TPA treatment—that is, the elevation in trimethylated histone H4 (SI Fig. 5ه ) is primarily due to the deposition of an additional methyl group at K20me2 rather than at R3. Further, R3 methylation was never observed in the absence of K20 dimethylation (SI Fig. 7)—a strong indication that a functional relationship between the two modification sites exists. These data suggest that K20me2 is a prerequisite for methylation of R3.


The importance of non-histone protein methylation in cancer therapy

Epigenetic regulatory enzymes are generally considered innovative targets for cancer therapy and several histone methyltransferase inhibitors are currently being evaluated in phase I and phase II clinical trials. In this commentary, we discuss the need for better functional understanding of histone methyltransferases and especially of their potential non-histone substrates.

Along with phosphorylation and acetylation, methylation is the best-known post-translational protein modification (PTM). Proteins can be monomethylated, dimethylated or trimethylated at Lys residues, and monomethylated or symmetrically or asymmetrically dimethylated at Arg residues. The effects of methylation on protein–protein and protein–DNA interactions, protein subcellular localization and protein stability can modulate many cellular processes. Dozens of protein methyltransferases and demethylases from different families are currently known, and additional enzymes are likely to be discovered. Owing to their abundance and relatively easy detection, histones are a widely studied substrate of these enzymes and, consequently, protein methylation is often associated with histones and their role in gene regulation. However, Lys and Arg methylation have now been described for hundreds of non-histone proteins and the terms lysine methyltransferase (KMT) and protein arginine methyltransferase (PRMT) are now more frequently used than the original term histone methyltransferase (HMT).


شاهد الفيديو: ماهو الطيف الذري (يونيو 2022).


تعليقات:

  1. Shakarisar

    إنه لأمر مؤسف ، أنني الآن لا أستطيع التعبير - إنه مشغول للغاية. لكنني سأعود - سأكتب بالضرورة ما أعتقده.

  2. Tlilpotonqui

    آسف للموضوع الخارج عن الموضوع ، هل يمكن أن تخبرني أين يمكنك الحصول على نفس القالب الجميل للمدونة؟

  3. Davidsone

    ماذا سنفعل بدون عبارة جيدة جدا

  4. Wematin

    هذا القسم مفيد جدا هنا. أتمنى أن يكون هذا المنشور ذا صلة هنا.

  5. Anthony

    لماذا تذهب كل أمجاد الكاتب ، ونحن أيضا نكرهه؟



اكتب رسالة